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Der Grünährige Amarant - interne Leitbündel

Bild 1: Der Grünährige Amarant Bild 1: Der Grünährige Amarant
Jörg Weiß, vom 29.10.2021

in meinem letzten Beitrag habe ich das innen liegende Phloem bei den Solanaceen am Beispiel der Giftbeere vorgestellt. Heute möchte ich einen Blick auf den Spross des Grünährigen Amarants werfen, bei dem wir eine weitere Besonderheit im Sprossaufbau der zweikeimblättrigen (dikotylen) Pflanzen finden. Diesmal geht es um ganze Leitbündel, die innerhalb des klassischen Leitgeweberings im Mark- parenchym liegen.
Dies ist nicht zu verwechseln mit dem Sprossaufbau bei den einkeimblättrigen (monokotylen) Pflanzen, deren Leitsys- tem grundsätzlich aus geschlossen kollateralen Leitbündeln besteht, die im Markparenchym des Sprosses verteilt liegen (z.B. bei Gräsern - Poales oder Palmenartigen - Arecales oder außerhalb der Commeliniden bei den Lilienartigen - Liliales)
Artikelinhalt

Interessantes zum Grünährigen Amarant

Der Grünährige Amarant (Amaranthus powellii) ist eine Pflanzenart aus der Gattung Amarant (Amaranthus) innerhalb der Familie der Fuchsschwanzgewächse (Amaranthaceae). Viele Mitglieder dieser Familie haben sich aufgrund ihrer auffälligen und intensiv gefärbten Blütenstände einen festen Platz in unseren Gärten erobert, während sich die etwas weniger präsentablen Wildformen wie der Grünährige und der Zurückgebogene Amarant als Neophyten auch auf unseren Wiesen und in Auen wohl fühlen.

Die Heimat von Amaranthus powellii ist ursprünglich in Süd- und Mittelamerika sowie auf den westindischen Inseln (Neotropis) zu finden. Mittlerweile ist er aber weltweit in wärmeren Gebieten als Neophyt zu finden. In Europa erstreckt sich sein Verbreitungsgebiet nordwärts nur bis Norddeutschland und Polen. In den Alpen steigt er bis in Höhenlagen von etwa 1000 Meter auf.
In Mitteleuropa gedeiht der Grünährige Amarant auf sommertrockenen bis mäßig trockenen, nährstoffreichen, humosen oder rohen Böden aller Art. Er ist überregional eine Charakterart der Klasse Chenopodietea (Gänsefüße) und oft findet man ihn mit seinem engen Verwandten, dem Zurückgebogenen Amarant (Amaranthus retroflexus). Die beiden sind an der beim Zurückgebogenen oder Rauhaarigen Amarant namensgebenden Behaarung des Sprosses zu unterscheiden, die beim Grünährigen Amarant fehlt.
Bild 2: Spross und Ähren beim Grünährigen Amarant
Bild 2: Spross und Ähren beim Grünährigen Amarant
Als krautige Pflanze erreicht Amaranthus powellii auch bei uns Wuchshöhen von 20 bis 150 Zentimetern. Der verzweigte Stängel ist unterhalb des Blütenstandes fast kahl und grün. Die glänzenden, lebhaft grünen Laubblätter sind bei einer Länge von bis zu 20 Zentimetern rhombisch-eiförmig. An exponierten Stellen kann der Spross der Pflanzen in jeder Altersstufe auch rot überlaufen sein, wie bei meinem Exemplar zu sehen.
Bild 3: Rot überlaufener Spross meiner Pflanze
Bild 3: Rot überlaufener Spross meiner Pflanze
Die Blütezeit reicht von Juli bis September. Der Gesamtblütenstand ist grün, nicht sehr dicht, die seitlichen Scheinähren sind oft aufrecht bis aufrecht abstehend und viel kürzer als die endständige Scheinähre. Die längeren Vorblätter der weiblichen Blüten sind 5 bis 8 Millimeter lang und haben eine lange Stachelspitze. Die Blütenhüllblätter sind 2 bis 4 Millimeter lang. Die Deckelkapselfrucht reißt bei Reife quer auf. 
Bild 4: Fruchtstand des Grünährigen Amarants
Bild 4: Fruchtstand des Grünährigen Amarants
Bild 5: Fruchtkapsel des Grünährigen Amarants
Bild 5: Fruchtkapsel des Grünährigen Amarants
Die Amarante zählen zu den ältesten Nutzpflanzen der Menschheit. Genutzt werden vor allem die Samen der an Hirse erinnernden Körner. Bereits bei den Azteken, Inka (Amaranthus caudatus vorwiegend Kiwicha benannt, diese Bezeichnung wird heute noch in der Andenregion verwendet) und Maya waren die getreideähnlichen Körner neben Quinoa und Mais ein Hauptnahrungsmittel. In fast 9000 Jahre alten Gräbern in Mexiko wurden Samen dieser Pflanzen nachgewiesen.
Bild 6: Samen des Grünährigen Amarants
Bild 6: Samen des Grünährigen Amarants
Die hier zusammengestellten Informationen stammen von den folgenden Webseiten, ergänzt aus der darunter angegebenen Literatur:
https://de.wikipedia.org/wiki/Gr%C3%BCn%C3%A4hriger_Amarant
https://www.pflanzen-deutschland.de/Amaranthus_powellii.html
http://blumeninschwaben.de/Zweikeimblaettrige/xKleineFamilien/powellii.htm (Bestimmungsschlüssel)
https://de.hortipedia.com/Amaranthus_powellii
http://floranorthamerica.org/Amaranthus_powellii

Literatur:
Atlas of Stem Anatomy in Herbs, Shrubs and Trees, Schweingruber, Börner, Schulze, Springer 2011, Vol. 1 S. 38 ff. Amarantaceae
Flora von Deutschland und angrenzenden Ländern, Schmeil-Fitschen, Quelle & Meyer, 93. Auflage 2006, S. 227
Bild 7: Herbarbeleg aus dem Herbarium der Pensylvenian State University (PAC)
Bild 7: Herbarbeleg aus dem Herbarium der Pensylvenian State University (PAC)

Kurz zur Präparation

Geschnitten habe ich ein ca. 7 bis 8 mm dickes Sprossstück freistehend auf dem Jung Zylindermikrotom mit Leica Einmalklingen 818 im SHK 11° und SHK 14° Halter.
Die Schnittdicke beträgt wegen des empfindlichen Markparenchyms ca. 60µm. Der 14° Halter schneidet das etwas heikle Material nicht so gut wie der 11° Halter (beide Darmstadt).

Fixiert wurden diese für ca. 18 Stunden in AFE mit einmaligem Wechsel nach 5 Stunden. Nach Überführen in Aqua dest. waren die Schnitte dann bereit für die Färbung.

Die Färbung ist W3Asim I nach Rolf-Dieter Müller. Gefärbt habe ich mit dem Farbgemisch für ca. 8 Minuten mit einmaligem leichten Erwärmen.

Anschließend habe ich wieder gut mit Aqua dest. gespült und für ca. 8 Stunden mit einmaligem Wechsel des Wassers sanft differenziert.

Eingedeckt wurden die Schnitte nach gründlichem Entwässern mit reinem Isopropanol wie immer in Euparal.

Die verwendete Technik

Die Aufnahmen sind auf dem Leica DMLS mit dem NPlan 5x sowie den PlanApos 10x, 20x und 40x entstanden. Die Kamera ist eine Panasonic GX7, die am Trinotubus des Mikroskops ohne Zwischenoptik direkt adaptiert ist. Die Steuerung der Kamera erfolgt durch einen elektronischen Fernauslöser. Die notwendigen Einstellungen zur Verschlusszeit und den Weißabgleich führe ich vor den Aufnahmeserien direkt an der Kamera durch. Der Vorschub erfolgt manuell anhand der Skala am Feintrieb des DMLS.
Alle Mikroaufnahmen sind mit Zerene Stacker V1.04 (64bit) gestackt. Die anschließende Nachbereitung beschränkt sich auf die Normalisierung und ein leichtes Nachschärfen nach dem Verkleinern auf die 1024er Auflösung (alles mit XNView in der aktuellen Version). Bei stärker verrauschten Aufnahmen lasse ich aber auch mal Neat Image in der Version 8.0 ran.

Bei der Makroaufnahme des Präparates vom verwachsenen Sprossquerschnitt (Bilder 13 & 14) kam Topaz Gigapixel AI zum Einsatz (https://www.topazlabs.com/gigapixel-ai). Die Anwendung kann bei bestimmten Aufnahmekonditionen tatsächlich kleine Wunder wirken, man muss jedoch ein Auge auf Artefakte haben ...

Der Spross des Grünährigen Amarants

Schauen wir zunächst einmal nach den innen liegenden Leitbündeln!
Bilder 8a-d: Querschnitt des Sprosses von Amaranthus powellii in der Übersicht
  • Bild 8a: Ausschnitt aus einem Sprossquerschnitt von Amaranthus powellii, gefärbt mit W3Asim I nach Rolf-Dieter Müller
  • Bild 8b: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung.
  • Bild 8c: Etwas näher heran - Leitgewebering und eingelagerte Leitbündel
  • Bild 8d: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung.
Schauen wir uns den Sprossquerschnitt von außen nach innen an. Zunächst sehen wir, was wir bei einer Dikotyledone erwarten: Unterhalb von Cuticula (Cu) und Epidermis (Ep) finden wir ein Kollenchym (Kol und das Rindenparenchym (RP). darauf folgen Phloem (Pl) und Cambium (Ca) sowie das Xylem (Xl) in einem geschlossenen Ring teils mit verholztem Festigungsgewebe (Skl).
Dann wird es aber schon seltsam! In den Bildern 8a&b drängt sich auf etwa 01:00 Uhr ein komplettes Leitbündel ins Bild, das halb im Xylem 7 Sklerenchym und halb im darauf folgenden Markparenchym (MP) eingebettet ist.
Weiter innerhalb liegen viele weitere komplette Leitbündel im Markparenchym - die angekündigte Besonderheit ist gefunden.
In den Bildern 8c&d finden wir das oben angesprochene Leitbündel (halb im Xylem, halb im Markparenchym) zentral im Bild (komplett mit Phloem, Xylem, Tracheen und primärem Xylem!) und daneben eines der primären Leitbündel des Sprosses lang gestreckt mit einem recht kleinen Phloemnest außen am Rindenparenchym gefolgt von einigen über die ganze Dicke des Xylemrings verteilten Tracheen (T). Die letzte Trachee ordne ich dem primären Xylem (pXl) zu, insbesondere, da die sie umgebenden Zellen des Xylemparenchyms nicht lignifiziert sind (blaugrüne Zellwände).
Informationen zu den verwendeten Abkürzungen finden Sie auch hier auf unserer Webseite.
Bilder 9a-e: Eine ähnliche Stelle, nun mit dem regulären Leitgewebering im Fokus.
  • Bild 9a: Ausschnitt aus dem Sprossquerschnitt von Amaranthus powellii mit Leitgewebering
  • Bild 9b: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung.
  • Bild 9c: Leitgewebering und äußere Gewebe im Detail
  • 9d: Phloem, Cambium und Xylem im Leitgewebering
  • Bild 9e: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung.
Wir finden die selbe Anatomie wie schon oben anhand der Bilder 8 beschrieben. Die Bilder 9c bis e sollen den Blick für den Aufbau des Leitgewebes im Ring selbst schärfen. Auffällig hier insbesondere die relative kleine Phloeminsel (Pl) an der Außenseite (links) sowie die weit gestreuten Tracheen (T), die in einem fast komplett verholzten Xylemparenchym / Sklerenchym liegen. nach innen hin folgen dann primäres Xylem (pXl) und Sklerenchym (Skl).

Nun stellt sich natürlich die Frage, womit wir es hier zu tun haben. Innen liegende Leitbündel? Das könnten doch einfach auch Blattspuren sein, die - wie bei manchen Pflanzen üblich - zunächst ins Markparenchym abzweigen und den Leitbündelring auf Höhe des Blattansatzes dann komplett durchstoßen.
Brauchen wir nun Längsschnitte zum Beweis? Ich denke nicht!

Folgende Argumente sprechen dafür, dass wir es hier wirklich mit im Markparenchym verlaufenden zusätzlichen Leitbündel zu tun haben. Ja sogar, dass es sich keinesfalls um Blattspuren oder sogar um Quellen von Blattspuren handeln kann.

- Der sehr kleine Phloemanteil im Leitgewebering reicht im Vergleich zur gesamten Querschnittsfläche des Sprosses sicherlich nicht aus, die Transportaufgaben komplett zu übernehmen.   
- Gleiches gilt für die relativ geringe Anzahl der zugegebener Maßen recht großen Tracheen dort.
- Auf der anderen Seite ist die Anzahl der innen liegenden Leitbündel im Vergleich zur Anzahl der Blätter am Spross deutlich zu hoch

Somit kann es sich hier nicht um Blattspuren handeln.

Schauen wir noch einmal genauer hin: 
Bilder 10a-e: Innen liegendes Leitbündel aus dem Spross von Amaranthus powellii
  • Bild 10a: Im Markparenchym eingebettetes, also innen liegendes Leitbündel von Amarunthus powellii
  • Bild 10b: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung.
  • Bild 10c: Etwas näher heran, das Leitbündel im Detail
  • Bild 10d: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung.
  • Bild 10e: Auch im Detail (herausvergrößert mit Topaz Gigapixel  AI) ist kein durcfhgehendes Band an Teilungsstatien zu erkennen, somit liegt ein geschlossen kollaterales Leitbündel vor.
Wieder Phloem, Xylem und Tracheen, wie wir es schon von den vorangegangenen Bildern aus den Serien 8 und 9 kennen. Genauer gesagt, wir sehen ein geschlossen kollaterales Leitbündel: das Cambium fehlt. Dies reicht alleine nicht, um eine Blattspur zu verneinen, da viele Blätter im Leitgewebe der Blattstiele ebenfalls kein Cambium aufweisen (eine Ausnahme finden wir z.B. beim Efeu Hedera helix).

Schauen wir uns nun noch einige weitere Details vom Spross des Grünährigen Amarants an:
Bilder 11a-g: Weitere Details vom Spross des Grümährigen Amarants
  • Bild 11a: Der frische, ungefärbte Sprossquerschnitt von Amaranthus powellii zeigt sehr schön die Anfolge der einzelnen Gewebearten
  • Bild 11b: Die äußeren Gewebe mit Kollenchym und einer Sprossleiste
  • Bild 11c: Kollenchym und Sprossleiste im Detail
  • Bild 11d: In einigen Zellen des Markparenchyms finden sich Amyloplasten
  • Bild 11e: Amyloplasten im Polarisationskontrast
  • Bild 11f: Ein Trichom
  • Bild 11g: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung.
Zunächst sehen wir eine der erhabenen Kanten (Leisten) des Sprosses im frischen, ungefärbten Schnitt, zunächst in der Übersicht und dann in folgenden höheren Vergrößerungen. Auffällig hier ist das stark ausgeprägte Kollenchym, das auch im frischen Schnitt gut zu erkennen ist.
Im Markparenchym finden sich einige Zellen mit Amyloplasten, das auch die Pol-Aufnahme verdeutlicht.
Zum Schluss noch zwei gefärbte Bilder von einem kurzen, mehrzelligen Trichom.

Eine interessante Verwachsung des Sprosses

Das von mir genommene Probestück zeigte an einer Stelle eine Verwachsung, die zu einem in etwa nierenförmigen Querschnitt führte. Leider war der Durchmesser insgesamt zu groß, um ihn mit dem Übersichtsobjektiv in Gänze zu erfassen.

Hier zunächst einmal ein Paar Details:
Bilder 12a-d: Details von der Verwachsung im Querschnitt
  • Bild 12a: Der Sprossquerschnitt der Probe zeigt über mehrere Zentimeter Länge eine tiefe Einbuchtung
  • Bild 12b: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung.
  • Bild 12c: Dadurch ergibt sich ein nierenförmiger Querschnitt mit zwei 'Hörnchen', eines davon hier im Bild
  • Bild 12d: Die selbe Aufnahme wie im Bild zuvor, jedoch mit Beschriftung.
Die ersten beiden Bilder zeigen den tiefen Einschnitt im Spross, an dessen Ende keine direkte Verletzung bzw. kein Kallus zu erkennen ist. Es handelt sich somit wohl um eine lokale Wachstumsstörung. In den Bildern 12c&d dann wieder der oben schon geschilderte Sprossaufbau mit den innen liegenden geschlossen kollateralen Leitbündeln.

Nun möchte ich Euch aber dich eine Übersicht zeigen. Ein Stitch aus gestapelten Bildern kam nicht in Frage, also habe ich es mit einer Makroaufnahme mit dem Handy probiert und diese entsprechend zugeschnitten:
Bild 13: Makroaufnahme vom Spross mit Verwachsung im Querschnitt
Bild 13: Makroaufnahme vom Spross mit Verwachsung im Querschnitt
Die Bearbeitung hier: Zugeschnitten und auf 1024er Auflösung verkleinert, anschließend leicht geschärft. Nicht sehr überzeugend ... die Unterlage bildet übrigens ein Kosmetiktuch ...

Was also tun? Kürzlich hat Holger Adelmann im Mikroforum das Programm Gigapixel AI von Topaz empfohlen, dessen Hauptzweck das verlustfreie - wenn nicht sogar verbessernde - Vergrößern von Bildern ist um diese z.B. im Großformat drucken zu können. Es gibt eine kostenlose Testversion (Link oben unter Präparation), ich habe also ein wenig rumprobiert. Hier das Ergebnis:
Bild 14: Die mit Gigapixel AI bearbeitete Aufnahme aus Bild 13
Bild 14: Die mit Gigapixel AI bearbeitete Aufnahme aus Bild 13
Hier wurde das selbe Ausgangsbild mit Gigapixel AI zunächst um den Faktor 4 vergrößert und dann nach entsprechendem Zuschnitt auf die 1024er Auflösung verkleinert.
Klar, das gibt Artefakte, aber das Bild ist um Längen näher am Original als das Handy-Makro, von dem sowohl die Bilder 13 als auch 14 gestartet sind. Klar, dass ich das Programm nun lizenziert habe.
Literatur und Links
[1]  Mikroskopisch-botanisches Praktikum
       Gerhard Wanner, Thieme, 2. Auflage 2010

[2]  Pflanzenanatomie
       Katherine Esau, Gustav Fischer Verlag, 1969
    
[3]  Botanische Schnitte mit dem Zylindermikrotom
       Jörg Weiß, MBK 2011

[4]  Botanische Färbungen im Vergleich
       Jörg Weiß, MKB 2019

[5]  Tabelle der Abkürzungen zur Pflanzenanatomie
       Jörg Weiß, MKB 2013

[6]  Flora von Deutschland und angrenzenden Ländern
       
Schmeil - Fitschen
       Quelle & Meyer, 93. Auflage 2006, S. 227

[7]  
Atlas of Stem Anatomy in Herbs, Shrubs and Trees
       Schweingruber, Börner, Schulze;
       Springer, 2013; Vol. 1 S. 38 ff. Amarantaceae

[8]  Der Grünährige Amarant (Amaranthus powellii)
       Wikipedia, Stand 29.10.2021

[9]  Der Grünährige Amarant (Amaranthus powellii)
       Flora of North America, Stand 29.10.2021

[10] Homepage zum Programm Gigapixel AI von Topaz
        Topaz, Stand 29.10.2021
       

Bildquellen
  • Bild 1: Habitus des Grünährigen Amarants (Amaranthus powellii)
    Aus Wikipedia, von User AnRo0002, gemeinfrei
  • Bild 5: Fruchtkapsel des Grünährigen Amarants
    Aus Wikipedia, von Stefan Lefnaer, CC BY-SA 4.0
  • Bild 6: Samen des Grünährigen Amarants
    Aus Wikipedia, von Steve Hurst, plants.usda.gov, gemeinfrei
  • Bild 7: Herbarbeleg aus dem Herbarium der Pensylvenian State University
    Pensylvenian State University (PAC), von H.A.Wahl, CC0 1.0 Public-domain
  • Alle anderen Aufnahmen vom Autor des Artikels
      
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August 2014
Augen am Kopf einer Sprigspinne. Die Reflexe stammen von der Beleuchtung mit einem LED-Ringlicht. Aufnahme von Frank Fox.
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Juli 2014
Die Zieralge Micrasterias radians bei der Teilung. Aufnahme von Frank Fox.
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Juni 2014
Querschnitt durch einen siebenjährigen Spross des Chinesischen Blauregens (Wisteria sinensis, Durchmesser 21 mm) von Bodo Braunstorfinger. Aufnahme von Jörg Weiß
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Mai 2014
Männlicher Eibenzapfen (Taxus baccata) mit Pollen von Horst-Dieter Döricht
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April 2014
Spross des Efeus (Hedera helix) in W3Asim II - Färbung. Aufnahme mit einer Smartphone Kamera freihändig durch das Okular von einer Teilnehmerin der Lehrerfortbildung am Grotenbach Gymnasium Gummersbach.
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März 2014
Maritimer Fadenwurm im Polarisationskontrast von Frank Fox
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Februar 2014
Ungefärbter Querschnitt durch das Blatt des Pampasgrases (Cortaderia selloana) von Jörg Weiß
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Januar 2014
Parietin-Sublimation im freien Raum an Stahlwolle von Heike Buchmann
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Dezember 2013
Die Diatomee Hemiaulus proteus im Hellfeld von Päule Heck
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November 2013
Die Wimpernkugel Volvox aureus im Interphako von Frank Fox
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Oktober 2013
Zwei Algen der Art Micrasterias rotata, Aufnahme von Rudolf Krönung.
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September 2013
Rückenschild und Flügelansätze der Grünen Futterwanze, Aufnahme von Horst-Dieter Döricht
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August 2013
Mit W3Asim II gefärbter Querschnitt durch den Thallus eines Blasentangs (Fucus vesiculosus), Aufnahme von Jörg Weiß.
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Juli 2013
Gelbe Blattwespe (Nematus tibialis), Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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Juni 2013
Gold in der lamellaren Verwachsung von Kupferkies (gelb) und Bornit (rotbraun). Grube Hohlestein an der Eisernhardt, Siegen. Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
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Mai 2013
Spinnenfaden bei 1000-facher Vergrößerung im DIC. Präparation und Schwarzweiß-Aufnahme von Anton Berg.
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April 2013
Papyrus (Cyperus papyrus) ungefärbt in der Primärfluoreszenz. Präparation und Aufnahme von Rolf-Dieter Müller.
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März 2013
Diatomee im Interferenz-Phasenkontrast. Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
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Februar 2013
Ungefärbter Querschnitt durch das Blatt einer Kamelie. Präparation und Aufnahme von Jörg Weiß.
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Januar 2013
Leitbündel aus dem Mittelstrang der Frucht eines Zitronenbaums (Citrus x limon). Das filigrane Präparat ist nur 7 µm dick und wurde von Anton Berg erstellt. Zum Vergleich: die meisten hier gezeigten botanischen Schnitte haben eine Dicke von ca. 50 µm. Aufnahme von Jörg Weiß.
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Dezember 2012
Anschliff einer Kohle aus der Grube Fürst Leopold in der Auflichtfluoreszenz; Anregung mit einer Wellenlänge von 470 nm. Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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November 2012
Schwimmhaare auf der Blattoberseite eines tropischen Schwimmfarns aus der Familie Salvinia. Aufnahme von Frank Fox.
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Oktober 2012
Rezente Diatomee Bacteriastrum furcatum Shadbolt aus dem Golf von Thailand. Aufnahme von Päule Heck.
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September 2012
Die hier gezeigte Spaltöffnung aus Rhynie Chert Material ist 400 Millionen Jahre alt. Aufnahme von Holger Adelmann.
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August 2012
Eier einer Zuckmückenart (Chironomidae) im Phasenkontrast, Aufnahme von Frank Fox.
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Juli 2012
Porträt einer Frühen Adonislibelle (Pyrrhosoma nymphula), Aufnahme von Frank Fox.
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Juni 2012
Dünnschliff eines Quarzitschiefers aus den Italienischen Alpen, Dicke ca. 25 µm. Aufnahme von Holger Adelmann.
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Mai 2012
Tracheen im Xylem des Korallenbaums, Spross, Färbung W3Asim II, Vergrößerung 200x. Aufnahme von Jörg Weiß.
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April 2012
Porträt einer zwei Tage alten Fliegen. Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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März 2012
Aus der Schmelze kristallisiertes Methylsulfonal im polarisierten Licht. Aufnahme von Frank Fox
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Februar 2012
Die Kieselalge Achnantes longipes. Aufnahme von Frank Fox
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Januar 2012
Primäres Xylem und Markparenchym aus dem Spross der Gewöhnlichen Jungfernrebe. Ungefärbtes Präparat, Aufnahme von Jörg Weiß.
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Dezember 2011
Flügelschuppen eines Großen Fuchses (Nymphalis polychloros) im Auflicht. Aufnahme Frank Fox.
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November 2011
'Dazu muss ich sagen, dass es mir nicht um irgendeine Form wissenschaftlicher Fotografie ging. Ich habe wilde Gemische hergestellt und dann nachgesehen, wie das Produkt aus sah. ... Genieß' das Spiel der Farben und Formen.' Aufnahme von Herne.
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Oktober 2011
Glockentierchen (Vorticellidae) im differenziellen Interferenzkontrast. Aufnahme von Frank Fox.
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September 2011
Die Radiolarie Hexacontium papillosum aus einem Präparat von Albert Elger. Aufnahme von Päule Heck.
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August 2011
Querschnitt durch den Spross des Gartenbambus (Fargesia murieliae). Vergrößerung 100x, Färbung W3Asim II. Aufnahme Jörg Weiß mit Leica C-Plan 10x an Leica DME. Kamera Canon PS A520.
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Juli 2011
Micrasterias rotata aus einer Wasserprobe von der Wuppertalsperre. Aufnahme Holger Adelmann mit der Moticam 2300 am Leitz Orthoplan mit 40er Plan Fluotar und DIC.
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Juni 2011
Bild 1
Angeschliffene Foraminifere aus einem Hydrobienkalk des Untermiozän. Fundort Dexheim bei Mainz. Präparation Fa. Krantz, Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
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Juni 2011
Bild 2
Kopf mit Mundwerkzeugen und vorderes Körperdrittel einer nicht näher bestimmten Zuckmückenlarve (Chironomus sp.). Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
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Mai 2011
Querschnitt vom Rollblatt des Strandhafers (Ammophila arenaria), Schnittdicke ca. 50 µm, Färbung Wacker W3A. Stitch aus 240 Einzelaufnahmen mit Zeiss Standard WL, Plan Apo 25x/0.65, Kamera Canon EOS 5D MK II mit Vollformat-Chip. Stitching mit Canon Photostitch.
Präparat von Jörg Weiß, Aufnahme von Joachim Schwanbeck.
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April 2011
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Abdruck von der Blattunterseite, erstellt mit UHU Hart. Hellfeld.
Vergrößerung 200x, Länge des Bildausschnitts im Objekt ca. 0,5 mm. Aufnahme und Präparation von Jörg Weiß.
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März 2011
Auskristallisierte Mineralstoffe aus flüssigem Kunstdünger. Zeiss Jenamed mit Planapochromat 12,4x CF250, polarisiert mit Lambda-Platte, Einzelaufnahme mit Vollformat-Kamera Canon 5D Mark II.  Aufnahme und Präparation von Frank Fox.
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Februar 2011
Nadelquerschnitt der Schlangenhaut-Kiefer (Pinus heldreichii). Aufnahme und Präparation von Rolf-Dieter Müller, Stitch aus ca. 70 Einzelbilder. Schnittdicke 25 µm, Färbung Wacker W3A (Acridinrot, Acriflavin, Astrablau).
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Januar 2011
Achtung, großes Bild!
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Leitbündel. Aufnahme von Prof. Holger Adelmann, Präparat von Jörg Weiß.
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Dezember 2010
Metapelit, Dicke ca. 25 µm, Präparation durch Willi Tschudin, Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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November 2010
Simocephalus vetulus (Anomopoda), der Plattkopf- Wasserfloh. Aufnahme von Päule Heck.
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