Logo_MKB_2010.jpg
Optische Systeme Jülich
bluewater-logo

230526 Microscopia Logo Endfassung 160

Ehlert &  Partner
Handelsgesellschaft und  Fachbüro für Biologie

230611 Logo Geowissenschaften 170

120616 Banner Kranzt

Bernd-Blindow-Schule Bonn

Leica Microsystems

Carl Zeiss
Das MKB erzielt mit den oben gezeigten Bannern keinerlei Einnahmen. 

Eine Pflanzengalle und ihr Bewohner

Abb. 1: Galle einer Blattwespe (Pontania bridgmanii) an einem Weidenblatt Abb. 1: Galle einer Blattwespe (Pontania bridgmanii) an einem Weidenblatt
Dr. Michael Miedaner, vom 29.04.2020

Ein Mikroskopikerleben reicht nicht, um die Vielfalt der Pflanzengallen kennen zu lernen. Zu vielgestaltig sind die Formen der Gallen, zu unterschiedlich die Organismen, die sie her- vorrufen (die „Gallerzeu- ger“), zu komplex das Geschehen zwischen diesen Erregern und den sich wehrenden Pflanzen.
Die Geschichte der Erforschung der Pflanzengallen reicht weit zurück. Der noch heute bekannte Arzt aus Bologna, Marcello Malpighi (1628-1698) war wohl der erste, der sich wissenschaftlich mit den Gallen der Pflanzen beschäftigte. Etwas belustigt nehmen wir zur Kenntnis, dass sein Zeitgenosse, Johann Swammerdamm (1637-1685) in seinem erst lange nach seinem Tod erschienenen „Buch der Natur“ (1752) noch von „Würmern, die man in den Warzen der Weidenblätter findet“, gesprochen hatte 1).
Heute, 350 Jahre danach, wissen wir deutlich mehr über diese „Warzen“ und ihre Bewohner. Anhand eines Weidenblattes, in das sich eine Blattwespe eingenistet hatte, wollen wir etwas in die Welt der Pflanzengallen eindringen.
Dass es neben Insekten noch viele andere Organismen (z.B. Viren, Bakterien, Pilze, Fadenwürmer…) gibt, die an Pflanzen Gallen hervorrufen, soll hier nicht Gegenstand unserer Betrachtung sein. Auch unter den Insekten ist die Anzahl möglicher Gallerreger groß: Wanzen, Blattläuse, Blattflöhe, Käfer, Schmetterlinge, Zweifügler, Hautflügler und viele andere. Zu den letzteren gehören vor allem die Blattwespen und die Gallwespen. In unserem Präparat ist es eine Blattwespe aus der Familie der Tenthredinidae, noch genauer die Pontania bridgmanii, eine kleine, nur wenige Millimeter große Wespe ohne Wespentaille, die an einem Weidenblatt eine blasenförmige Galle (Abb. 1) erzeugt, die sich auf beiden Blattseiten etwa gleich ausbildet 2). 
Abb. 2: Die Weidengalle im Querschnitt - mit perfekt getroffener Larve
Abb. 2: Die Weidengalle im Querschnitt - mit perfekt getroffener Larve
Abb. 2 zeigt eine aus mehreren Aufnahmen zusammengesetzte Übersicht. Man sieht, wie das Weidenblatt links und rechts noch intakt ist und sich in der Mitte zu einer Kammer aufwölbt. In der oberen Hälfte des Blattes ist zu sehen, dass das Wespenweibchen zwei Versuche bei der Eiablage unternommen hat. Ansonsten fällt auf, dass die Larvenkammer frei von Kotbällchen ist.
Der Schnitt durch die Larve verläuft ziemlich median und zeigt die ganze Larve, auch mit ihren Stummelfüßchen.  Alle nun folgenden Aufnahmen sind von einem solchen Präparat gemacht, sodass man sich immer orientieren kann, wo sich das gerade besprochene Detail befindet.
Abb. 3: Kopfpartie und Beginn des Darmabschnitts der Larve
Abb. 3: Kopfpartie und Beginn des Darmabschnitts der Larve
Abb.3 zeigt die Kopfpartie und den Beginn des Darmabschnitts. An die nach unten gerichtete Mundöffnung schließt sich unmittelbar der Pharynx (Schlund) an, das ist der Vorderdarmabschnitt, der zwischen Mundöffnung und Speiseröhre liegt. Die darüber liegenden, dunkel gefärbten Muskeln gehören zum  Pharynx und passen sein Fassungsvermögen der jeweiligen Fresssituation an. Damit kann die Mundhöhle enger und weiter, mit anderen Worten, ein Kauen der Nahrung ermöglicht werden.
Nun kommen wir zu den beiden großen gelben Punkten in der Kopfkapsel der Larve. Wer das zum ersten Mal sieht, glaubt sicher, dass es sich dabei um die Augen des Insekts handeln müsste. Betrachten wir die beiden Abbildungen 4 und 5. Abb. 4 zeigt das obere, Abb. 5 das untere „Auge“. Wir sehen gleiche Strukturen, beim unteren „Auge“ gehen links und rechts noch Nervenstränge ab.
Abb. 4: Detail aus der Kopfpartie der Larve
Abb. 4: Detail aus der Kopfpartie der Larve
Abb. 5: Detail aus der Kopfpartie der Larve
Abb. 5: Detail aus der Kopfpartie der Larve
Aber: Können bei einem Schnitt, der sagittal durch die Larve geht und nahe an der mittleren Ebene liegt (noch nicht ganz median, sonst könnten die Stummelfüßchen nicht angeschnitten sein), beide Augen getroffen sein? Und: Warum sieht man nichts von der bekannten Struktur eines Komplexauges? Schließlich bleibt noch die Frage, was eine Larve, die bis zu ihrer letzten Häutung in der sie umhüllenden und ernährenden Galle wohnt, mit Augen anfangen könnte.
Es deutet also nichts darauf hin, dass wir es mit Augen zu tun haben. Aber die Larve ist ja erst aus dem Ei geschlüpft. Sie wird sich als Larve weiterentwickeln, mehrmals häuten, dann ins Puppenstadium übergehen und sich daraus dann schließlich als Imago, als Vollinsekt, entwickeln. Es hat also noch Zeit.
Und so sehen wir in beiden Abbildungen verschiedene Teile des Gehirns. Das Gehirn eines Insekts besteht aus mehreren Teilen. Aus dem Vorderhirn (dem Protocerebrum) laufen seitlich zwei Stränge aus, die Sehlappen (lobi optici) genannt werden. Sie bestehen auf jeder Seite aus drei Ganglien (Nervenknoten), sind kompliziert gebaut und entwickeln jeweils am Ende ein Komplexauge. Abb. 4 zeigt also, dem Entwicklungszustand unserer Larve entsprechend, den lobus opticus des rechten Auges: das gelb gefärbte Nervenbündel, umhüllt von den rötlich gefärbten Zellen des Perilemm. Dieses stellt eine komplexe Schicht dar, die das Gehirn einerseits schützt (sie bildet die sogenannte Blut-Hirnschranke) und andererseits auch eine Verbindung zur nährstoffreichen Hämolymphe und benachbarten Fettkörpern darstellt. Schutz und Ernährung der Nervenzellen also.
Aufgrund der geometrischen Verhältnisse der Schnittführung kann nun Abb. 5 nicht einfach der lobus opticus des anderen Auges sein. Gleichwohl zeigt es mikroskopisch die gleichen Strukturen, stellt damit auch einen, aber einen anderen Teil des Nervensystems dar. Es ist das Unterschlundganglion, das unter der Speiseröhre liegt. Die abgehenden Nervenstränge zeigen an, dass es mit weiteren Ganglien, dem Gehirn und den Bauchganglien verbunden ist. 
Abb. 6: Der Kropf
Abb. 6: Der Kropf
Verfolgen wir weiter den Weg der Nahrung. Abb. 3 zeigte den Schlund (Pharynx). Von dort wandert der Speisenbrei in die Speiseröhre, die wir auf unserem Schnitt aber nicht sehen, weil der Darm ja in Windungen im Körper liegt und in einem einzigen Schnitt daher nicht vollständig getroffen sein kann. Die Speiseröhre geht in den Kropf über, der in Abb. 6 zu sehen ist. Er ist für die Speicherung der erst grob zerkauten Nahrung zuständig. In ihn münden auch die hier nicht sichtbaren Speicheldrüsen, die die Nahrung bereits hier etwas vorverdauen. Der Kropf geht in den Kaumagen über, den Abb. 7 zeigt. Man erkennt quergestreifte Muskulatur, die für rhythmische Kontraktion sorgt. Im Inneren sieht man Strukturen, die man erst bei Kenntnis des Aufbaus des Kaumagens zuordnen kann. Es sind harte, sklerotisierte Zähne, die man im Schnitt als solche nur schwer erkennen kann, die zusammen mit den kräftigen Muskeln hier für eine Zerkleinerung der Nahrung sorgen.
Abb. 7: Der Kaumagen
Abb. 7: Der Kaumagen
Am Ende des Kaumagens, siehe Abb. 7, liegt ein Ringmuskel der sich in Falten in den sich anschließenden Mitteldarm hineinwölbt. Die Abbildungen 8 und 9 zeigen diese Falten, die Valvula cardiaca (cardia meint den Magenmund). In Abb. 9 sieht man sogar noch die grün angefärbten Speisereste, die durch diese Falten vom Kropf her in den Mitteldarm geschoben werden. Diese Falten dienen dem Zweck, dass der Speisebrei vom Mitteldarm her nicht mehr in die Speiseröhre zurückfließen kann. Sie haben also die Wirkung eines Rückstauventils. Insekten haben zwischen allen Darmabschnitten solche Ringfalten.
Abb. 8: Ringmuskel am Magenmund (Valvula cardiaca)
Abb. 8: Ringmuskel am Magenmund (Valvula cardiaca)
Abb. 9: Ringmuskel am Magenmund (Valvula cardiaca) im Detail
Abb. 9: Ringmuskel am Magenmund (Valvula cardiaca) im Detail
Jetzt ist die -in unserem Schnitt grün gefärbte - Nahrung im Mitteldarm. Abb. 10 zeigt seinen ersten Abschnitt. Links nochmals die Valvula cardiaca. Von außen her sehen wir die hier blauviolett  gefärbten, großen Epithelzellen, die die Wand des Mitteldarms imponierend gestalten. Diese meist zylindrischen Zellen kommunizieren mit dem Darminhalt über einen mächtig entwickelten Mikrovillisaum, der der Oberflächenvergrößerung der Epithelzellen dient. Abb. 11 zeigt ihn: Aus den violetten Epithelzellen treten massenhaft die leicht grün gefärbten Mikrovilli hervor und stehen in engem Kontakt mit dem dunkelgrün gefärbten Nahrungsbrei. Die Epithelzellen geben dabei Verdauungsenzyme über die Mikrovilli und zwischen ihnen hindurch an die Nahrung ab, die diese auflösen und nehmen dann die so aufgeschlossene Nahrung wieder auf.
Abb. 10: Erster Abschnitt des Mitteldarms
Abb. 10: Erster Abschnitt des Mitteldarms
Abb. 11: Mikrovillisaum im Mitteldarm
Abb. 11: Mikrovillisaum im Mitteldarm
Blicken wir nun in das Innere des Mitteldarms, wie es Abb. 12 zeigt. Ganz in der Mitte ist der Nahrungsbrei zu sehen, dicht umgeben von einem Netz aus langen, nah aneinander liegenden Fibrillen. Diese bestehen aus Chitin und sind von Proteinen und Kohlehydraten umgeben. Zusammen bilden sie eine feste Struktur, die die gesamte Nahrung im Darm umschließt. Daher heißt sie auch peritrophische (die Nahrung umschließende) Membran. Abb. 13 zeigt sie im Detail. Dieser schlauchförmige Hohlzylinder trennt die Nahrung von den Epithelzellen, ist aber für die Verdauungsenzyme und für die damit aufgeschlossene Nahrung voll durchlässig. Die peritrophische Membran bildet also eine Schutzschicht, falls später einmal das fertige Insekt „rauhe“ Nahrung aufnehmen sollte, die die empfindlichen Mikrovilli und Epithelzellen leicht verletzen könnte. Im Enddarm wird sie dann wieder abgebaut.
Abb. 12: Der Mitteldarm
Abb. 12: Der Mitteldarm
Abb. 13: Die peritrophische (die Nahrung umschließende) Membran im Mitteldarm
Abb. 13: Die peritrophische (die Nahrung umschließende) Membran im Mitteldarm
Vom Mitteldarm geht es weiter zum dritten Darmabschnitt, von dem Abb. 14 den Anfang zeigt. Er dient als erstes Sammelbecken für Exkremente. Bei manchen Insekten können Nahrungsreste erstaunlich lange im Enddarm verbleiben, z.B. während des ganzen Larvenstadiums, manchmal noch länger. Jens-Peter Kopelke fand heraus: „Die Eier werden gewöhnlich einzeln abgelegt, sodass die Gallen mit nur jeweils einer Afterraupe besetzt sind. Die postembryonale Entwicklung der Pontania-Arten verläuft bei männlichen Tieren über fünf, bei weiblichen über sechs Larvenstadien… Die Larven ernähren sich von dem Gewebe der Galleninnenwand. Insbesondere Pontania proxima frisst bereits im dritten Larvenstadium ein kreisrundes Schlupfloch durch die Gallenwand und wirft den angesammelten Kot hinaus. Die Larve bleibt jedoch bis zur Beendigung ihrer Entwicklung in der Galle“ 4). Da wir in unserem Präparat kein Loch entdecken, ist vielleicht das dritte Larvenstadium noch nicht erreicht. Oder Pontania bridgmanii, um die es sich in unserem Präparat handelt, bohrt das Schlupfloch erst am Ende ihrer Larvalzeit. Wie dem auch sei, die Larve beschmutzt nicht ihr Nest, solange sie in ihm lebt.
Abb. 14: Der Enddarm
Abb. 14: Der Enddarm
Um den Darm herum liegen viel Querschnitte von verschiedenen Organen. Abb. 15 zeigt links zwei Malpighische Gefäße und rechts zwei Fettkörper übereinander. Die Malpighischen Gefäße erkennt man daran, dass sie in ihrer Mitte (meist) einen deutlich sichtbaren Mikrovillisaum haben. Sie münden an der Übergangsstelle vom Mittel- zum Enddarm in den Verdauungskanal. Sehr vereinfacht gesagt, erfüllen sie die Funktion einer Niere. Die Fettkörper dagegen kann man eher – und ebenfalls sehr vereinfacht – als ein mit Organ, vergleichbar unserer Leber, bezeichnen. 
Abb. 15: Links zwei Malpighische Gefäße und rechts zwei Fettkörper
Abb. 15: Links zwei Malpighische Gefäße und rechts zwei Fettkörper
Deutlich hinter dem Darm, dem Ende des Larvenkörpers zu, finden wir noch ein Organ, das in unserem Schnitt als kreisrundes Gebilde erscheint. Abb. 16 und 17 zeigen es im Detail. Es ist der Querschnitt des Hodens. Wir sehen die Hodenkanälchen und in ihnen die Zysten, in denen die Spermien gebildet werden. Unser Schnitt geht durch das obere  Drittel des Hodenfollikels. Das erkennt man am Aussehen der Spermatozysten, die noch keine fertigen Spermien enthalten. Somit wissen wir, dass sich aus unserer kleinen Larve eine männliche Blattwespe entwickeln wird 3).
Abb. 16: Die Hoden
Abb. 16: Die Hoden
Abb. 17: Die Hoden im Detail
Abb. 17: Die Hoden im Detail
Jetzt wenden wir uns noch kurz dem Weidenblatt und der Larvenkammer zu. In Abb. 2 sehen wir über der Larve zwei Einstichversuche. Die Eiblage zeigt auch ein erstaunliches Vermögen der Gallwespe. Jens-Peter Kopelke hat sie beschrieben:
„Die Wirtswahlmechanismen der Pontania-Arten richten sich wie bei den meisten Phytophagen vorwiegend nach den chemischen Eigenschaften ihrer Wirtspflanzen. Vor jeder Eiablage erfolgt deshalb eine sorgfältige Prüfung der Wirtseignung, indem die Weibchen mit den Antennen und Mundwerkzeugen durch ein intensives Betasten der Blattflächen und drüsigen Ränder Ausscheidungs- bzw. Duftstoffe der Pflanze aufnehmen. Vor allem die artspezifischen chemischen Ansprüche der Gallenerzeuger sind Ursache für die Einnischung auf verschiedene Weidenarten“.
„Zur Eiablage suchen die Weibchen der drei Pontania-Arten ausschließlich sehr junge, gewöhnlich noch nicht vollständig entfaltete Weidenblätter auf und bohren diese auf der Unterseite an. Dabei sägen die Weibchen von P. vesicator und P. viminalis mit den gezähnten Legebohrervalven schräg in den Blattmittelnerv hinein, und zwar bis in das Mesophyll der dem Anstich gegenüberliegenden Blattspreitenhälfte . Die anschließende Eiablage begleitet eine Ausschüttung spezifischer, cecidogener Reizstoffe aus der akzessorischen Drüse des Genitalapparates.“4)
Mit der Eiablage gibt das Wespenweibchen also bereits cecidogene (gallenbildende) Reizstoffe ab, die das Weidenblatt veranlassen, eine Larvenkammer zu bilden. Die Weide tut in ihrem eigenen Interesse fortan alles, um die Larve, die alsbald aus dem Ei schlüpfen wird, zu veranlassen, an Ort und Stelle zu bleiben und nicht umherzuwandern. Sie bildet in der Larvenkammer ihre Blattsubstanz zu Nährgewebe für die Larve um und gibt in diesem Bereich die Photosyntheseeigenschaft des Blattes auf. Das zeigen die Abb. 18 bis 20.
Abb. 18: Übergang von der Galle zum normalen bifazialen Blattgewebe
Abb. 18: Übergang von der Galle zum normalen bifazialen Blattgewebe
Abb. 19: Übergang von der Galle zum normalen bifazialen Blattgewebe, Detail
Abb. 19: Übergang von der Galle zum normalen bifazialen Blattgewebe, Detail
Abb. 20: Nährgewebe an der Gallenwand
Abb. 20: Nährgewebe an der Gallenwand
Abb. 18 zeigt die Stelle, an der sich das Blatt zur Larvenkammer aufspaltet. In der rechten Hälfte ist das Blatt noch intakt und beherbergt die langestreckten Palisadenzellen, die für die Photosynthese zuständig sind. Sie werden mehr und mehr abgebaut, je näher wir der Larvenkammer kommen. Siehe auch Abb. 19. Im Bereich der Larvenkammer (Abb. 20) sieht man den Umbau: rechts unten die Epidermis, links oben die Larvenkammer. Es sind vier Schichten, die nahtlos ineinander übergehen. Von außen nach innen: Epidermis, Rindenschicht mit Gefäßbündel, Schutzschicht mit noch dickwandigen Zellen und schließlich, direkt an der Larvenkammer, die Nährschicht aus proteinreichen, dünnwandigen Zellen. Im Bereich der Larvenkammer gibt es keine Palisadenzellen mehr. Sie beginnen erst wieder am anderen Ende der Larvenkammer, wo das Blatt wieder intakt ist. Die Galle ist also nicht nur ein „krankhafter“ Zustand, sondern auch ein funktionell für den jeweiligen Erreger optimiertes Gebilde.
Anmerkungen zur Präparation
Zur Schnitttechnik:
Mit Blick auf die Larve sollte man möglichst dünne Paraffinschnitte anstreben. Unser Schnitt ist 7µ dick. Noch weniger wäre noch besser. Beim Anschneiden darauf achten, dass man möglichst von Anfang an die ganze Larve erfasst hat, d.h. notfalls die Schnittebene anpassen.

Zur Färbung:
Nachdem wir tierisches und pflanzliches Material im Schnitt haben, sollte auch die Färbung beides anfärben können. Unseren Schnitt habe ich mit Thionin-Orange gefärbt. Diese Färbung ist in dem 1962 von Chroma erschienenen Heftchen „Ausgewählte Färbemethoden“, S. 20 beschrieben. Es eignen sich aber auch Färbungen mit Schiff`schem Reagenz, z.B. TriPAS.
Danksagung
Ein herzliches Dankeschön gebührt Herrn Dr. Jürgen Harst, der mir bei der Feststellung der anatomischen Details der Wespenlarve eine große Hilfe war.

Literatur und Links
1) Jens-Peter Kopelke, Gallenbildungen der Blattwespen, eine besondere Form der Brutfürsorge, Natur und Museum, 130 (4), Frankfurt a. M., 1.4.2000
2) Heiko Bellmann, Geheimnisvolle Pflanzengallen, Wiebelsheim 2012
3) Die zur Beschreibung der Histologie der Larve herangezogene Literatur:
Gerhard Seifert, Entomologisches Praktkum, Stuttgart 1995
Hermann Weber, Grundriss der Insektenkunde, 3. Auflage, Stuttgart, 1954
Konrad Dettner, Werner Peters, Lehrbuch der Entomologie, 2. Auflage 10/2003, München
Boris Jobling, Anatomical drawings of biting flies, British Museum. ISBN: 9780565010041 (ein Buch mit großartigen, sehr detailgenauen Zeichnungen!)
4) Jens-Peter Kopelke, Über die Biologie und Parasiten der gallenbildenden Blattwespenarten Pontania dolichura (THOMS. 1871), P. vesicator (BREMI 1849) und P. viminalis{L. 1758) (Hymenoptera: Tenthredinidae), S. 331 und 335 ; siehe auch:
Kopelke, J.-P. (1982): Die gallenbildenden Pontania-Arten - ihre Sonderstellung unter den Blattwespen. Teil I: Gallenbildung, Entwicklung und Phänologie. - Nat. Mus., 112 (11), 356-365.
Kopelke, J.-P. (1985): Biologie und Parasiten der gallenbildenden Blattwespe Pontania proxima (Lep. 1823) (Hymenoptera, Tenthredinidae). - Senckenbergiana biol. 69 (1984) (3/6): 215-239 und

Bildquellen
  • Alle Aufnahmen vom Autor des Artikels
      
Zurück zum Artikelanfang                                Zurück zum Inhaltsverzeichnis
Strich_540_schmal.jpg

Bild des Monats

Zum Vergrößern auf das Bild klicken!
Februar 2024
Querschnitt durch das Blatt einer Welwitschie (Welwitschia mirabilis), gefärbt mit Dujardin Grün. Aufnahme von Jörg Weiß.
Zum Artikel
Januar 2024
Unreife Sporokarpien von Badhamia utricularis (Physaraceae) hängen hier traubenförmig in einer Holzspalte, Aufnahme von Dr. Michael Berger
Zum Artikel
Dezember 2023
Sporen des Falschen Himalaya-Trüffels (Tuber pseudohimalayense), von Jörg Weiß
Zum Artikel
November 2023
Zwei leere Schalen von Mückeneiern aus einem Mückenboot von Gerd Schmahl
Zum Artikel
Oktober 2023
Säulensklereiden im Blatt der Roten Zwergseerose (Nymphaea tetragona) im Polarisationskontrast von Jörg Weiß
Zum Artikel
September 2023
Sporen des Sternsporigen Schildborstlings (Scutellinia trechispora) in Baumwollblau und Milchsäure, fotografiert von Eva Wandelt
Zum Artikel
August 2023
Seifenfilm von Dr. Kai Böge
Zum Artikel
Juni 2023
Protist aus der Gattung Lepocinclis von Frank Fox
Zum Artikel
Mai 2023
Weiblicher Vogelfloh von Gerd Schmahl
Zum Artikel
März 2023
Dendritisch gewachsene Kochsalzkristalle von Dr. Horst Wörmann
Zum Artikel
Februar 2023
Amyloplasten im Markparenchym der Rhachis vom Echten Wurmfarn (Dryopteris filix-mas), Polarisationskontrast; von Jörg Weiß
Zum Artikel
Januar 2023
Makro von der Blattspreite von Pelargonium radens mit Haken- und Drüsenhaaren von Maria Beier
Zum Artikel
Oktober 2022
Mundfeld des Trompetentiers Stentor amethystinus von Ralf Fontes
Zum Artikel
Juni 2022
Die Alge Netrium digitus von Frank Fox.
Zum Artikel
April 2022
Leitbündel aus dem verbänderten Spross des Straucheibischs (Hibiscus syracius), von Jörg Weiß
Zum Artikel
März 2022
Algen der Gattung Trentepohlia (Trentepohlia spec.) im Fluoreszenzkontrast, von Frank Fox
Zum Artikel
Februar 2022
Querschnitt vom Blatt des Zwergpfeffers (Peperomia obtusifolia) im Polarisationskontrast, von Jörg Weiß
Zum Artikel
Januar 2022
Algen der Art Glaucocystis nostochinearum im Interferenz Phasenkontrast, von Frank Fox
Zum Artikel
Dezember 2021
Datenspuren auf einer Diskette, sichtbar gemacht mit dem Magnetometer unter dem Mikroskop. Von Dr. Horst Wörmann
Zum Artikel
November 2021
Auskristallisiertes Biotin mit Acryl-Hilfsobjekt im polarisierten Licht von Jörg Weiß
Zum Artikel
Oktober 2021
Trompetentierchen (Stentor polymorphus) und zahlreiche Augentierchen (Euglena gracilis) von Roland Schroers
Zum Artikel
Juli 2021
Blattstiel des Efeues (Hedera helix) im Polarisationskontrast - Färbung Herlitz Tinte Königsblau. Aufnahme von Jörg Weiß
Zum Artikel
Juni 2021
Kopf- und Brustpartie einer Blattwespenlarve aus der Familie der Tenthredinida in ihrer Galle. Aufnahme von Dr. Michael Miedaner
Zum Artikel
Mai 2021
Quer geschnittene Poren der Striegeligen Tramete (Trametes hirsuta) im Polarisationskontrast, Aufnahme von Jörg Weiß
Zum Artikel
April 2021
Das Rädertier Climacostomum virens unter schiefer Beleuchtung. Aufnahme von Thilo Bauer
Zum Artikel
März 2021
Paramecium caudatum mit angefärbten Hefezellen in den Nahrungsvakuolen, Aufnahme von Frank Fox
Zum Artikel
Februar 2021
Teilweise zersetzte Au-Te-Phase mit Goldabscheidung aus der Grube Glava von Dr. Holger Adelmann
Zum Artikel
Januar 2021
Die Diatomee Navicula sparsipunctata aus der Fundstätte Omaru aufgenommen von Päule Heck
Zum Artikel
Dezember 2020
Autofluoreszenz bei der Gewöhnlichen Esche (Fraxinus excelsior) von Rolf-Dieter Müller
Zum Artikel
November 2020
Übergang zwischen Blattstielbase und Spross bei der Rosskastanie (Aesculus hippocastanum) von Dr. Michael Miedaner
Zum Artikel
Oktober 2020
Sporangien des Echten Wurmfarns (Dryopteris filix-mas) im Fluoreszenzkontrast von Frank Fox
Zum Artikel
September 2020
Sprossquerschnitt von der Gewöhnlichen Robinie (Robinia pseudoacacia), Autofluoreszenz mit Violettanregung, von Rolf-Dieter Müller
Zum Artikel
August 2020
Leitbündel im Spross der Exchten Kamille (Matricaria chamomilla L.) von Jörg Weiß
Zum Artikel
Juli 2020
Rhizom von Ingwer (Zingiber officinale) mit Leitbündeln und Amyloplasten von Maria Beier
Zum Artikel
Juni 2020
Zwei Widerstände auf einem älteren Chip (NPX 161) von Dr. Horst Wörmann
Zum Artikel
Mai 2020
Eine Schalenamöbe Thecamoeben (Thecamoebida) im Interferenzkontrast von Frank Fox
Zum Artikel
April 2020
Auflicht Makro von der Bereiften Hundsflechte (Peltigera rufescens), Aufnahme von Frau Dr. Andrea Berger
Zum Artikel
März 2020
Querschnitt durch eine 3 Monate alte, trockene Probe vom Blattstiel des Purpur-Sonnenhuts (Echniacea purpurea) von Jörg Weiß
Zum Artikel
Februar 2020
Querschnitt durch das Rhyzom des Süßholzes (Glycyrrhiza glabra) gefärbt mit W-Asim III nach Rolf-Dieter Müller. Aufnahme von Jörg Weiß
Zum Artikel
Januar 2020
Micro- und Macronuclei von Gastrostyla mystacea in der Fluoreszenz. Aufnahme von Thilo Bauer
Zum Artikel
Dezember 2019
Primärfluoreszenz einer quer geschnittenen Schwarzkiefernnadel von Rolf-Dieter Müller
Zum Artikel
November 2019
Hibiskuspollen im UV Licht, Aufnahme von Frank Fox
Zum Artikel
Oktober 2019
Leitbündel im Blatt von Ceratozamia robusta (Polarisationskontrast), Aufnahme von Jörg Weiß
Zum Artikel
September 2019
Staubblatt mit Pollen einer gelben Hibiskusblüte von Horst-Dieter Döricht
Zum Artikel
August 2019
Hinterleib einer Büschelmückenlarve (Chaoborus sp.) von Frank Fox
Zum Artikel
Juli 2019
Die Diatomee Diploneis notabilis von Päule Heck
Zum Artikel
Juni 2019
Die Zieralge Micrasterias denticulata von Jörg Weiß
Zum Artikel
Mai 2019
Die Grünalge Scenedesmus quadricauda von Frank Fox
Zum Artikel
April 2019
Blütenstand einer Schneeheide (Erica carnea) im Detail von Horst-Dieter Döricht
Zum Artikel
März 2019
Sprossquerschnitt vom Beifußblättrigen Traubenkraut (Ambrosia artemisiifolia) in Kernschwarz/Solidgrün-Färbung von Rolf-Dieter Müller
Zum Artikel
Februar 2019
Sandkörner und Schwammnadeln aus einem Elefantenohrschwamm im polarisierten Licht von Jörg Weiß
Zum Artikel
Januar 2019
Blattstiel des Roten Eukalyptus (Eucalyptus camaldulensis) von Jörg Weiß
Zum Artikel
Dezember 2018
Ein blaues Trompetentierchen (Stentor coeruleus) von Frank Fox
Zum Artikel
November 2018
Leere Anthere des Beifußblättrige Traubenkrauts (Ambrosia artemisiifolia) von Maria Beier
Zum Artikel
Oktober 2018
Ein Katzenfloh (Ctenocephalides felis) im Fluoreszenzkontrast von Frank Fox
Zum Artikel
September 2018
Sternhaare auf der Blattunterseite einer Deutzie (Deutzia spec.) im Durchlicht von Dr. Horst Wörmann
Zum Artikel
August 2018
Die Europäische Schwarze Witwe (Latrodectus tredecimguttatus). Von Horst Dieter Döricht.
Zum Artikel
Juni 2018
Hypocotyl der Welwitschie (Wewitschia mirabilis, Jungpflanze). Von Jörg Weiß.
Zum Artikel
Mai 2018
Autofluoreszenz beim Spross der Stechpalme (Ilex aquifolium).Von Rolf-Dieter Müller.
Zum Artikel
April 2018
Eine Gruppe Glockentierchen der Art Carchesium polypinum mit Fluoreszenzbeleuchtung, Fokus auf das Zellinnere. Von Thilo Bauer.
Zum Artikel
März 2018
Radiolarie in Rheinbergbeleuchtung von Frank Fox
Zum Artikel
Februar 2018
Querschnitt durch den Spross des Roten Hartriegels (Cornus sanguinea) in W3Asim II Färbung von Jörg Weiß
Zum Artikel
Januar 2018
Schuppenhaar der Silber-Ölweide (Elaeagnus commutata) im Hellfeld von Jörg Weiß
Zum Artikel
Dezember 2017
Stempel, Narbe und Staubblätter des Hibiskus im UV-Licht. Aufnahme von Frank Fox
Zum Artikel
November 2017
Eine Diatomee im Interphaco aus einem Präparat von Anne Gleich. Aufnahme von Frank Fox.
Zum Artikel
Oktober 2017
Cilien auf der Oberfläche des Wimberntiers Spirostomum ambiguum im Fluoreszenzkontrast von Thilo Bauer.
Zum Artikel
September 2017
Deckel der Sporenkapsel des Drehmooses (Funaria hygrometrica) im Auflicht von Horst-Dieter Döricht
Zum Artikel
August 2017
Sporangien des Wurmfarns (Dryopteris spec.) in der Fluoreszenz von Frank Fox
Zum Artikel
Juli 2017
Die Diatomee Aulacodiscus decorans (Schmidt) von Päule Heck
Zum Artikel
Juni 2017
Mikroskopische Krokoitstufe von Horst-Dieter Döricht
Zum Artikel
Mai 2017
Silikonschaum im Auflicht von Horst-Dieter Döricht
Zum Artikel
April 2017
Zentralzylinder einer Wurzel der Weißen Fledermausblume (Tacca integrifolia) im Fluoreszenzkontrast von Dr. Horst Wörmann
Zum Artikel
März 2017
Ausschnitt von einem Flügel der Großen Hausmücke (Culiseta annulata) von Frank Fox
Zum Artikel
Februar 2017
Azurit aus Tsumeb (Namibia) von Horst-Dieter Döricht
Zum Artikel
Januar 2017
Ein Süßwasserpolyp (Hydra spec.) von Frank Fox
Zum Artikel
Dezember 2016
Farbpigmente der Smaragdzahl parallel zur Oberfläche auf der neuen 5-Euro-Note von Dr. Horst Wörmann
Zum Artikel
November 2016
Spross der Eibe (Taxus spec.), Querschnitt in W3Asim II Färbung von Rolf-Dieter Müller
Zum Artikel
Oktober 2016
Detail der neuen Fünfeuronote mit Mikroschrift im Stern, Aufnahme von Dr. Horst Wörmann
Zum Artikel
September 2016
Die Walnuss-Fruchtfliege (Rhagoletis suavis), Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
Zum Artikel
August 2016
Methylsulfonal-Kristalle, Aufnahme von Frank Fox.
Zum Artikel
Juli 2016
Das Säulenglöckchen (Epistylis sp.) in seiner vollen Pracht. Aufnahme von Frank Fox.
Zum Artikel
Juni 2016
Wasserspeicherzelle im Mesophyll des Zylindrischen Bogenhanfs (Sansevieria cylindrica), frischer Querschnitt gefärbt mit Toluidinblau. Aufnahme von Jörg Weiß.
Zum Artikel
Mai 2016
Einaugen-Muschelkrebs (Cypria opthalmica) von Horst-Dieter Döricht
Zum Artikel
April 2016
Fuß des Rüsselkäfers Eupholus linnei, Aufnahme von Frank Fox.
Zum Artikel
März 2016
Frischer Schnitt eines Fiederdorns der Zwerg-Dattelpalme in der Primärfluoreszenz bei 365 nm Anregungswellenlänge, Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
Zum Artikel
Februar 2016
SEM-Aufnahme eines Bärtierchens von Horst-Dieter Döricht
Zum Artikel
Januar 2016
Elektrische Schaltkreise auf einem Chip im Auflicht DIC von Frank Fox
Zum Artikel
Dezember 2015
Dunkelfeldaufnahme vom Grünen Trompetentierchen (Stentor polyxmorphus); Aufnahme von Frank Fox
Zum Artikel
November 2015
Querschnitt durch das Blatt einer Welwitschie (Welwitschia mirabilis), Färbung W3Asim II; Aufnahme von Jörg Weiß
Zum Artikel
Oktober 2015
Kopf einer Stechmückenlarve (Culex spec.) von Frank Fox
Zum Artikel
September 2015
Das Lilienhähnchen (Liliceris lilli) von Horst-Dieter Döricht
Zum Artikel
August 2015
Leitgewebe und Endodermis in der Wurzel des Muriel-Bambus (Fargesia murieliae). Foto von Jörg Weiß.
Zum Artikel
Juli 2015
Schuppenhaare des Silbernen Grünrüsslers (Phyllobius argentatum). Foto von Horst-Dieter Döricht.
Zum Artikel
Juni 2015
Wachstumskegel an der Sprossspitze der Weinrebe (Vitis vinifera) im Präparat von Bodo Braunstorfinger. Foto von Jörg Weiß.
Zum Artikel
Mai 2015
Ein Reusen-Rädertier von Frank Fox
Zum Artikel
April 2015
Die Diatomee Triceratium broeckii (Oamaru) in einer Aufnahme von Päule Heck
Zum Artikel
März 2015
Uroleptopsis roscoviana, ein roter Cilliat, Aufnahme von Frank Fox
Zum Artikel
Februar 2015
Drei Konidien des Echten Mehltaus auf einem Weizenblatt mit Keimschläuchen und Appressorien, Aufnahme von Jörg Weiß
Zum Artikel
Januar 2015
Sklerenchymband im Spross der Kiwi (Actinidia deliciosa), Aufnahme von Jörg Weiß
Zum Artikel
Dezember 2014
Die Diatomee Auliscus convolutus (Alen's Farm, Oamaru), Aufnahme von Päule Heck
Zum Artikel
November 2014
Schale einer Diatomee im Interferenz-Phasenkontrast. Aufnahme von Frank Fox.
Zum Artikel
Oktober 2014
Haare auf dem Brustpanzer einer Goldfliege (Lucilia sericata). Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
Zum Artikel
September 2014
Stomagruben an der Blattunterseite eines frischen, unfixierten Schnittes des Oleanders (Nerium oleander) bei einer Vergrößerung von 200x. Aufnahme von Jörg Weiß.
Zum Artikel
August 2014
Augen am Kopf einer Sprigspinne. Die Reflexe stammen von der Beleuchtung mit einem LED-Ringlicht. Aufnahme von Frank Fox.
Zum Artikel
Juli 2014
Die Zieralge Micrasterias radians bei der Teilung. Aufnahme von Frank Fox.
Zum Artikel
Juni 2014
Querschnitt durch einen siebenjährigen Spross des Chinesischen Blauregens (Wisteria sinensis, Durchmesser 21 mm) von Bodo Braunstorfinger. Aufnahme von Jörg Weiß
Zum Artikel
Mai 2014
Männlicher Eibenzapfen (Taxus baccata) mit Pollen von Horst-Dieter Döricht
Zum Artikel
April 2014
Spross des Efeus (Hedera helix) in W3Asim II - Färbung. Aufnahme mit einer Smartphone Kamera freihändig durch das Okular von einer Teilnehmerin der Lehrerfortbildung am Grotenbach Gymnasium Gummersbach.
Zum Artikel
März 2014
Maritimer Fadenwurm im Polarisationskontrast von Frank Fox
Zum Artikel
Februar 2014
Ungefärbter Querschnitt durch das Blatt des Pampasgrases (Cortaderia selloana) von Jörg Weiß
Zum Artikel
Januar 2014
Parietin-Sublimation im freien Raum an Stahlwolle von Heike Buchmann
Zum Artikel
Dezember 2013
Die Diatomee Hemiaulus proteus im Hellfeld von Päule Heck
Zum Artikel
November 2013
Die Wimpernkugel Volvox aureus im Interphako von Frank Fox
Zum Artikel
Oktober 2013
Zwei Algen der Art Micrasterias rotata, Aufnahme von Rudolf Krönung.
Zum Artikel
September 2013
Rückenschild und Flügelansätze der Grünen Futterwanze, Aufnahme von Horst-Dieter Döricht
Zum Artikel
August 2013
Mit W3Asim II gefärbter Querschnitt durch den Thallus eines Blasentangs (Fucus vesiculosus), Aufnahme von Jörg Weiß.
Zum Artikel
Juli 2013
Gelbe Blattwespe (Nematus tibialis), Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
Zum Artikel
Juni 2013
Gold in der lamellaren Verwachsung von Kupferkies (gelb) und Bornit (rotbraun). Grube Hohlestein an der Eisernhardt, Siegen. Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
Zum Artikel
Mai 2013
Spinnenfaden bei 1000-facher Vergrößerung im DIC. Präparation und Schwarzweiß-Aufnahme von Anton Berg.
Zum Artikel
April 2013
Papyrus (Cyperus papyrus) ungefärbt in der Primärfluoreszenz. Präparation und Aufnahme von Rolf-Dieter Müller.
Zum Artikel
März 2013
Diatomee im Interferenz-Phasenkontrast. Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
Zum Artikel
Februar 2013
Ungefärbter Querschnitt durch das Blatt einer Kamelie. Präparation und Aufnahme von Jörg Weiß.
Zum Artikel
Januar 2013
Leitbündel aus dem Mittelstrang der Frucht eines Zitronenbaums (Citrus x limon). Das filigrane Präparat ist nur 7 µm dick und wurde von Anton Berg erstellt. Zum Vergleich: die meisten hier gezeigten botanischen Schnitte haben eine Dicke von ca. 50 µm. Aufnahme von Jörg Weiß.
Zum Artikel
Dezember 2012
Anschliff einer Kohle aus der Grube Fürst Leopold in der Auflichtfluoreszenz; Anregung mit einer Wellenlänge von 470 nm. Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
Zum Artikel
November 2012
Schwimmhaare auf der Blattoberseite eines tropischen Schwimmfarns aus der Familie Salvinia. Aufnahme von Frank Fox.
Zum Artikel
Oktober 2012
Rezente Diatomee Bacteriastrum furcatum Shadbolt aus dem Golf von Thailand. Aufnahme von Päule Heck.
Zum Artikel
September 2012
Die hier gezeigte Spaltöffnung aus Rhynie Chert Material ist 400 Millionen Jahre alt. Aufnahme von Holger Adelmann.
Zum Artikel
August 2012
Eier einer Zuckmückenart (Chironomidae) im Phasenkontrast, Aufnahme von Frank Fox.
Zum Artikel
Juli 2012
Porträt einer Frühen Adonislibelle (Pyrrhosoma nymphula), Aufnahme von Frank Fox.
Zum Artikel
Juni 2012
Dünnschliff eines Quarzitschiefers aus den Italienischen Alpen, Dicke ca. 25 µm. Aufnahme von Holger Adelmann.
Zum Artikel
Mai 2012
Tracheen im Xylem des Korallenbaums, Spross, Färbung W3Asim II, Vergrößerung 200x. Aufnahme von Jörg Weiß.
Zum Artikel
April 2012
Porträt einer zwei Tage alten Fliegen. Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
Zum Artikel
März 2012
Aus der Schmelze kristallisiertes Methylsulfonal im polarisierten Licht. Aufnahme von Frank Fox
Zum Artikel
Februar 2012
Die Kieselalge Achnantes longipes. Aufnahme von Frank Fox
Zum Artikel
Januar 2012
Primäres Xylem und Markparenchym aus dem Spross der Gewöhnlichen Jungfernrebe. Ungefärbtes Präparat, Aufnahme von Jörg Weiß.
Zum Artikel
Dezember 2011
Flügelschuppen eines Großen Fuchses (Nymphalis polychloros) im Auflicht. Aufnahme Frank Fox.
Zum Artikel
November 2011
'Dazu muss ich sagen, dass es mir nicht um irgendeine Form wissenschaftlicher Fotografie ging. Ich habe wilde Gemische hergestellt und dann nachgesehen, wie das Produkt aus sah. ... Genieß' das Spiel der Farben und Formen.' Aufnahme von Herne.
Zum Artikel
Oktober 2011
Glockentierchen (Vorticellidae) im differenziellen Interferenzkontrast. Aufnahme von Frank Fox.
Zum Artikel
September 2011
Die Radiolarie Hexacontium papillosum aus einem Präparat von Albert Elger. Aufnahme von Päule Heck.
Zum Artikel
August 2011
Querschnitt durch den Spross des Gartenbambus (Fargesia murieliae). Vergrößerung 100x, Färbung W3Asim II. Aufnahme Jörg Weiß mit Leica C-Plan 10x an Leica DME. Kamera Canon PS A520.
Zum Artikel
Juli 2011
Micrasterias rotata aus einer Wasserprobe von der Wuppertalsperre. Aufnahme Holger Adelmann mit der Moticam 2300 am Leitz Orthoplan mit 40er Plan Fluotar und DIC.
Zum Artikel
Juni 2011
Bild 1
Angeschliffene Foraminifere aus einem Hydrobienkalk des Untermiozän. Fundort Dexheim bei Mainz. Präparation Fa. Krantz, Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
Zum Artikel
Juni 2011
Bild 2
Kopf mit Mundwerkzeugen und vorderes Körperdrittel einer nicht näher bestimmten Zuckmückenlarve (Chironomus sp.). Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
Zum Artikel
Mai 2011
Querschnitt vom Rollblatt des Strandhafers (Ammophila arenaria), Schnittdicke ca. 50 µm, Färbung Wacker W3A. Stitch aus 240 Einzelaufnahmen mit Zeiss Standard WL, Plan Apo 25x/0.65, Kamera Canon EOS 5D MK II mit Vollformat-Chip. Stitching mit Canon Photostitch.
Präparat von Jörg Weiß, Aufnahme von Joachim Schwanbeck.
Zum Artikel
April 2011
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Abdruck von der Blattunterseite, erstellt mit UHU Hart. Hellfeld.
Vergrößerung 200x, Länge des Bildausschnitts im Objekt ca. 0,5 mm. Aufnahme und Präparation von Jörg Weiß.
Zum Artikel
März 2011
Auskristallisierte Mineralstoffe aus flüssigem Kunstdünger. Zeiss Jenamed mit Planapochromat 12,4x CF250, polarisiert mit Lambda-Platte, Einzelaufnahme mit Vollformat-Kamera Canon 5D Mark II.  Aufnahme und Präparation von Frank Fox.
Zum Artikel
Februar 2011
Nadelquerschnitt der Schlangenhaut-Kiefer (Pinus heldreichii). Aufnahme und Präparation von Rolf-Dieter Müller, Stitch aus ca. 70 Einzelbilder. Schnittdicke 25 µm, Färbung Wacker W3A (Acridinrot, Acriflavin, Astrablau).
Zum Artikel
Januar 2011
Achtung, großes Bild!
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Leitbündel. Aufnahme von Prof. Holger Adelmann, Präparat von Jörg Weiß.
Zum Artikel
Dezember 2010
Metapelit, Dicke ca. 25 µm, Präparation durch Willi Tschudin, Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
Zum Artikel
November 2010
Simocephalus vetulus (Anomopoda), der Plattkopf- Wasserfloh. Aufnahme von Päule Heck.
Zum Artikel