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Trüffelsuche in der Leberpastete

Bild 1: Der Ausgangpunkt: Trüffelpastete von einem großen deutschen Discounter Bild 1: Der Ausgangpunkt: Trüffelpastete von einem großen deutschen Discounter
Jörg Weiß, vom 25.10.2023

Nach dem Weisslichen Trüffel im Glas wird es nun etwas schwieriger. Als nächstes habe ich mir eine getrüffelte Leberpastete vorgenommen, die meine Frau bei einem großen deutschen Discounter erstanden hat. Das Vorhaben schien einfach: auf dem Etikett der Packung war der China Trüffel (Tuber indicum) konkret mit 4% als Inhalt angegeben.
Sehr löblich, dachte ich und entnahm drei kleine schwarze Bröckchen für die weitere Untersuchung.

Nun müssen die Trüffelstücke ja zunächst einmal von der anhängenden Pastetenmasse befreit werden. Das habe ich mit warmen Wasser und Spüli in einem kleinen Sieb gemacht und die Stückchen dann noch einmal in Isopropanol gespült. Anschließend habe ich sie in Aqua dest. überführt und das übliche Quetschpräparat erstellt.
Das kann man mit einer kleinen Probe direkt unter dem Deckglas tun, oder die Probe mit etwas Wasser zwischen zwei Objektträgern quetschen, grobe Stücke der Peridie entfernen und erst dann ein Deckglas auf die interessanten Stellen legen.
Bild 2: Inhaltsangabe auf der Packung
Bild 2: Inhaltsangabe auf der Packung
Schon beim Zerpflücken ist mir allerdings aufgefallen, dass eines der drei Stücke im Aussehen doch deutlich von den anderen beiden abweicht. Hier ist die Glebra dunkelbraun und von etwas helleren, rötlichbraunen Venen. Bei den beiden anderen zeigte sich die Glebra hellgrau, Venen waren nicht zu erkennen. Blöd geschnitten oder zwei unterschiedliche Arten? Nun der Titel des Fadens beantwortet diese Frage vorab, also schauen wir mal gemeinsam nach.
Bild 3: Die zufällig ausgewählten Probestückchen
Bild 3: Die zufällig ausgewählten Probestückchen
Zur Untersuchung von Trüffelsporen reicht es, ein einfaches Quetschpräparat mit ein wenig Wasser zu erstellen. Weiche Probestückchen kann man direkt auf dem Objektträger unter dem Deckglas quetschen, bei härteren Proben empfiehlt es sich, diese zwischen zwei Objektträgern zu quetschen, da dabei mehr Kraft aufgewendet werden kann. Anschließend deckt man eine interessante Stelle auf den Objekträgern mit etwas Wasser unter einem Deckglas ein. Immer wichtig: nie zu viel Probenmaterial verwenden, ein winziges Zipfelchen, mit der Pinzette oder einer Präpariernadel entnommen, reicht aus.
Hier habe ich zunächst etwas von der grauen Glebra verarbeitet und die folgenden Sporen gefunden:
Bilder 4a-e: Sporen des Chinesischen Trüffels (T. indicum)
  • Bild 4a: Sporen vom Chinesischen Trüffel (Tuber indicum), Aufnahme mit dem 40er PlanApo
  • Bild 4b: Sporen vom Chinesischen Trüffel (Tuber indicum), Aufnahme mit dem 40er PlanApo
  • Bild 4c: Sporen vom Chinesischen Trüffel (Tuber indicum), Aufnahme mit dem 40er PlanApo
  • Bild 4d: Sporen vom Chinesischen Trüffel (Tuber indicum), Aufnahme mit dem 100er PlanApo (Öl-Immersion)
  • Bild 4e: Sporen vom Chinesischen Trüffel (Tuber indicum), Aufnahme mit dem 100er PlanApo (Öl-Immersion)
Es fällt auf, dass hier nur sehr wenige reife und somit auswertbare Sporen vorhanden sind - und immer nur 1 bis 2 pro Ascus. Aber der allgemeine Habitus mit den großen, nur selten verwachsenen und am Ende oft umgebogenen Stacheln auf einem elliptischen Sporenkörper legt nahe, dass es sich um den auf dem Etikett angegebenen Chinesischen Trüffel handelt.
Aber natürlich habe ich auch nachgemessen:
Bilder 5a-e: Messbilder der Sporen des Chinesischen Trüffels (T. indicum)
  • Bild 5a: Die selbe Aufnahme wie in Bild 4a, jedoch mit Maßstab und Vermessung
  • Bild 5b: Die selbe Aufnahme wie in Bild 4b, jedoch mit Maßstab und Vermessung
  • Bild 5c: Die selbe Aufnahme wie in Bild 4c, jedoch mit Maßstab und Vermessung
  • Bild 5d: Die selbe Aufnahme wie in Bild 4d, jedoch mit Maßstab und Vermessung
  • Bild 5e: Die selbe Aufnahme wie in Bild 4e, jedoch mit Maßstab und Vermessung
Hier das Ergebnis der Auswertung der Aufnahmen (Mittelwerte, in Klammern die Angaben aus [1])
  - 1 oder 2 Sporen pro Ascus      ( (1)2 - 4(5) )
  - Länge                                 34,9 µm  (25 - 32 µm)
  - Breite                                 25,0 µm  (17 - 21 µm)
  - Stacheln                               5,6 µm  ( 3 - 5(6) µm)
  - Seitenverhältnis Q                  1,4       (1,3 - 1,6)

Die Sporen sind größer als in der Literatur. Da im Probestück aber nur maximal zwei Sporen pro Ascus vorhanden waren und die Sporengrösse stark mit der Anzahl der Sporen pro Ascus variiert, denke ich, dass das passt, zumal die Länge der Stacheln und Q im jeweiligen Bereich für T. indicum liegt. Die Probe stammt zudem wahrscheinlich von einem noch nicht ganz reifen Exemplar.
Auch muss dazu gesagt werden, dass ich nur wenige Messwerte vorliegen hatte.

Somit hätten wir hier den auf dem Etikett des Produktes angegebenen Chinesischen Trüffel identifiziert. Aber was ist mit dem anderen Stück?

Im Präparat aus dem abweichenden Probestück ergibt sich das folgende Bild:
Bilder 6a-e: Sporen des Falschen Himalaya-Trüffels (T. pseudohimalayense)
  • Bilder 6a: Sporen des Falschen Himalaya-Trüffels (T. pseudohimalayense), Aufnahme mit dem 40x PlanApo
  • Bilder 6b: Sporen des Falschen Himalaya-Trüffels (T. pseudohimalayense), Aufnahme mit dem 100x PlanApo (Öl-Immersion)
  • Bilder 6c: Sporen des Falschen Himalaya-Trüffels (T. pseudohimalayense), Aufnahme mit dem 100x PlanApo (Öl-Immersion)
  • Bilder 6d: Sporen des Falschen Himalaya-Trüffels (T. pseudohimalayense), Aufnahme mit dem 100x PlanApo (Öl-Immersion)
  • Bilder 6e: Sporen des Falschen Himalaya-Trüffels (T. pseudohimalayense), Aufnahme mit dem 100x PlanApo (Öl-Immersion)
Was ein Unterschied! Viel mehr Sporen, in der Regel 5 bis 7 Sporen pro Ascus und ein gänzlich anderes Aussehen. Auch hier haben wir einen elliptischen Sporenkörper, der kürzere, unten verwachsene Stacheln trägt, sodass auf der Sporenoberfläche ein netz- oder wabenartiges Muster entsteht, das fast ein wenig an T. borchii erinnert. Sie Spitzen der Stachelk sind gerade und die Stacheln selbst (die Ornamente) deutlich filigraner als beim Chinesischen Trüffel.
Es ist schnell klar: hier liegt eine andere Art vor. Aber natürlich muss auch diese Probe vermessen werden, was anhand der besseren Ausbeute an viel mehr Beispielen geschehen konnte: 
Bilder 7a-l: Messbilder der Sporen des Falschen Himalaya-Trüffels (T. pseudohimalayense)
  • Bild 7a: Messbild der Sporen von Tuber pseudohimalayensis
  • Bild 7b: Messbild der Sporen von Tuber pseudohimalayensis
  • Bild 7c: Messbild der Sporen von Tuber pseudohimalayensis
  • Bild 7d: Messbild der Sporen von Tuber pseudohimalayensis
  • Bild 7e: Messbild der Sporen von Tuber pseudohimalayensis
  • Bild 7f: Messbild der Sporen von Tuber pseudohimalayensis
  • Bild 7g: Messbild der Sporen von Tuber pseudohimalayensis
  • Bild 7h: Messbild der Sporen von Tuber pseudohimalayensis
  • Bild 7i: Messbild der Sporen von Tuber pseudohimalayensis
  • Bild 7j: Messbild der Sporen von Tuber pseudohimalayensis
  • Bild 7k: Messbild der Sporen von Tuber pseudohimalayensis
  • Bild 7l: Messbild der Sporen von Tuber pseudohimalayensis
Und auch hier wieder das Ergebnis der Auswertung der Aufnahmen (Mittelwerte, in Klammern die Angaben aus [1])
  - 5 - 7 Sporen pro Ascus       (1 - 8, meist 4 - 6)
  - Länge                              24,7 µm  ((23)24 - 28(35) µm)
  - Breite                              17,3 µm  (16 - 19(22) µm)
  - Stacheln                           3,3 µm   ( bis 7 µm)
  - Seitenverhältnis Q              1,4     (Nicht bekannt, aus [3] Mittelwert über alle Messungen 1,4 +- 0,12)

Diesmal beruhen die Mittelwerte auf über 41 Messungen, sind also deutlich zuverlässiger. Außerdem habe ich darauf geachtet, nur Sporen zu vermessen, die möglichst waagerecht in der Bildebene liegen (also eine schöne Ellipse und kein Ei bilden). auch hier passen die Messwerte zu den Beschreibungen der Art, wobei es für die Länge der Stacheln keine Angabe zur Untergrenze gibt und ich für das Seitenverhältnis Q auf einen Aufsatz von J. Chen, P. Liu aus dem Jahr 2011 zurückgreifen musste.
Wir haben hier also ganz eindeutig mindestens zwei unterschiedliche Arten Trüffel im Produkt, von denen nur eine angegeben ist. Dabei ist Tuber indicum schon mit der preiswerteste (?) Trüffel, den der Markt her gibt. Nur, dass Tuber pseudohimalayense noch billiger ist (und kaum Geschmack hat ...). Willkommen in der Welt der Marktwirtschaft oder es gibt nichts, das man nicht noch etwas schlechter und billiger machen könnte. Dabei ist T. pseudohimalayense zumindest in der Schweiz nicht mal in der Liste der zugelassenen Speisepilze erwähnt.
Ich glaube auch nicht, dass da zufällig ein Trüffeln einer anderen Art hinein geraten sind, da die unterschiedlichen Stücke gänzlich anders geschnitten sind.
Ob ggf. noch eine weitere Art in der Pastete verarbeitet wurde, kann ich nicht sagen, dazu hätte ich das Stück komplett zerpflücken und genau beproben müssen ...

Ein Ausflug zu den Lebensmittelvorschriften in Deutschland

Aber wer ist hier nun der Betrogene, wer der Betrüger? Oder gibt es im rechtlichen Sinne überhaupt einen Betrüger? Der Endverbraucher erwartet hier vielleicht bewusst den Chinesischen Trüffel T. indicum, der ja auch seine Liebhaber haben soll. Das ist aber, wie wir gesehen haben, nicht ausschließlich das, was er bekommt.
Aber wir leben ja in Deutschland und da ist alles geregelt. Das gilt natürlich auch für Speisepilze. Meine Frau hat nach dem Frühstück ihrer detektivischen Ader nachgegeben und folgendes im Netz gefunden:

Der Trüffelverband e.V. zu seiner Lobbyarbeit
Der Verband hat eine Änderung der Lebensmittelverordnung zu Pilzen erreicht. Letztendlich zum Besseren hin, da nun auch in Deutschland nicht mehr einfach "Trüffeln" als Inhaltsangabe verwendet werden darf. Der Schwerpunkt liegt hier sicherlich auf der sauberen Unterscheidung der geschmacklich wertvolleren, teureren Arten zu den billigeren, weniger wertvollen Arten:
 1007-information Zitat aus dem oben verlinkten Dokument des Trüffelverband e.V.:
Auf Initiative des Deutschen Trüffelverbandes sind nun für den Handel mit frischen Trüffeln in den Leitsätzen der Deutschen Lebensmittelbuch-Kommission folgende Änderungen in Kraft getreten:
Die asiatischen Trüffel dürfen nur noch unter  den Bezeichnungen Chinesische Trüffel und China-Trüffel und nicht mehr als ,,Schwarze Trüffel" gehandelt werden.
Die Bezeichnung ,,Schwarze Trüffel" ist eine weitere offizielle Bezeichnung für die Perigord-Trüffel (Tuber melanosporum).
Für die in Deutschland inzwischen regelmäßig angebaute Burgundertrüffel ist nur noch deren korrekter wissenschaftlicher Name Tuber aestivum zulässig. Der früher für diese Trüffelart parallel verwendete lateinische Name Tuber uncinatum entfällt.
Was findet sich aber nun in dem auf der obigen Seite verlinkten Dokument?

Leitsätze für Speisepilze und Speisepilzerzeugnisse vom 02.07.20220

Da heisst es unter 2.1.12 Trüffelpilze:
 1007-information Zitat aus den Leitsätze für Speisepilze und Speisepilzerzeugnisse vom 02.07.20220.:
Als Trüffelpilze werden die in der Anlage 1 unter Trüffel aufgeführten Speisepilze mit der Gruppenbezeichnung T verwendet. Übliche Bezeichnungen des Lebensmittels sind die in der Anlage 1 in Spalte 1 aufgeführte Bezeichnung der Art. Die ausschließliche Angabe ,,Trüffel" als Bezeichnung des Lebensmittels ist nicht ausreichend. Trüffel werden nicht gebleicht oder gefärbt.
Hört sich gut an? Na, schauen wir mal in die genannte Tabelle im Anhang 1:
Bild 8: Tabelle aus den Leitsätzen
Bild 8: Tabelle aus den Leitsätzen
Hm, ich darf also auf meinem Etikett "Chinesische Trüffel" schreiben und dann völlig legal die folgenden Arten ins Produkt packen:
- Tuber indicum C. & M.
- T. himalayense Zhang &Minter,
- T. sinense Tao & Liu und
- T. pseudohimalayense Moreno, Manjón, Díez & García-Mont.

Vier völlig unterschiedliche Arten mit sicherlich deutlich unterschiedlichem Geschmack. Na besser als früher, aber ehrlich: ich fühle mich da verarscht.
Man merkt dem Papier deutlich an, dass es darum geht, die teuren Produkte zu schützen - was gut ist. Die "billigen" landen dann aber in einem Sammelbecken.
Wäre es zu viel erwartet, dass hier der Hersteller verpflichtet werden sollte, die verwendeten Arten einzeln mit dem jeweiligen korrekten wissenschaftlichen Namen zu benennen?

Ob die Bezeichnung auf meinem Produkt "chinesische Trüffeln (Tuber indicum) 4%" vor diesem Hintegrund korrekt ist, mag vielleicht ein Anwalt für Lebensmittelrecht bewerten können ...

Was nun noch fehlt, sind ein paar Informationen zu den hier genannten Trüffeln.

Der Chinesische Trüffel (Tuber indicum)

Der Chinesiche Trüffel ist ein essbarer Pilz aus der Familie der Tuberaceae in der Ordnung Pezizales. Er ist im indischen Himalayagebiet, Tibet und in den chinesischen Provinzen Yunnan und Sichuan heimisch, wurde aber auch in den USA und Italien gefunden. Die Art wurde 1892erstmals im Himalaya von Cooke und Massee beschrieben.
Tuber indicum bildet Mykorrhiza-Beziehungen mit verschiedenen Bäumen. Man findet ihn oft an Kiefern, Eichen oder Kastanien (z.B. Pinus armandii, Quercus pubescens oder Castanea mollissima).
Bild 9: Der Chinesische Trüffel (Tuber indicum)
Aus dem Herbarium der Duke Universität, gemeinfrei
Bild 9: Der Chinesische Trüffel (Tuber indicum) Aus dem Herbarium der Duke Universität, gemeinfrei
Der Fruchtkörper ist dunkelbraun und von unregelmäßiger bis rundlicher Form. Die Oberfläche des Peridiums trägt eckige Warzen, die 6 oder mehr ecken aufweisen können (hexagonal oder polygonal).
Die runden Asci in der dunkelbraunen, von nur wenigen gräulichen Venen durchzogenen Glebra enthalten 1 bis 5, in der Regel 2 bis 4 Sporen. Wie bei allen Trüffeln variiert die Größe der Sporen mit der Anzahl der Sporen pro Ascus.
Die elliptischen Sporen haben eine Größe von 25-32 * 17-21 µm und sind von großen, an den Enden oft umgebogenen Stacheln besetzt, die auf der Sporenoberfläche nur selten verwachsen sind.

Der reife Fruchtkörper hat einen intensiven, etwas penetranten Geruch, der an Kakao, Gummi und Stall erinnert. Sein Geschmack ist kräftig, kakaoartig, ölig, angenehm (aus [1], S. 30).

Der Chinesische Trüffel wird in China in großen Mengen geerntet und tonnenweise nach Europa verkauft, sein Marktpreis liegt dabei deutlich unter dem der "edleren" Trüffel. Man findet ihn daher häufig in preiswerten getrüffelten Produkten, deren Geschmack dann oft durch Aromen (meist synthetischer Natur) verstärkt wird.
Zudem sieht er für den Laien dem deutlich teurer gehandelten Perigord-Trüffel (Tuber melanosporum) sehr ähnlich, was dem Betrug Tür und Tor öffnet.

Tuber indicum muss als invasive Art betrachtet werden, die auch an Bäumen wächst, die mit dem wirtschaftlich und gastronomisch wertvollen T. melanosporum geimpft sind.

Der Falsche Himalaya-Trüffel (Tuber pseudohimalayense)

Wie alle Trüffel entstammt T. pseudohimalayense der Familie der Tuberaceae in der Ordnung Pezizales. Er wird in den chinesischen Provinzen Yunnan und Sichuan in 2000 bis 3000 Meter Höhe auf kalkhaltigen Böden gefunden. Die Erstbeschreibung erfolgte 1997 durch G. Moreno, Manjón, J. Díez & García-Montero.

Der reife Fruchtkörper ist schwarz, mit pyramidalen, abgeflachten Warzen. Die Glebra grauschwarz mit weissen Venen. Die Asci tragen 1 bis 8, meist 4 bis 6 Sporen. Die ellipsoiden Sporen haben eine Größe von 18-35 * 16-30 µm (auch hier Varianz nach Anzahl Sporen im Ascus). Die Ornametierung ist igelig-netzig: die bis 7µm langen Stacheln sind auf der Sporenoberfläche zu einem regelmäßigen Netz verwachsen und an der Spitze gestreckt.

Geruch und Geschmack werden im Vergleich zu anderen Trüffeln als ereignislos beschrieben.

Auch der Falsche Himalaya-Trüffel ähnelt den teureren schwarzen Trüffeln sehr, wird aber zu noch geringeren Preisen gehandelt, als T. indicum. Wozu das führt, haben wir hier gesehen.
Literatur und Links
[1]    Trüffeln
         Leitfaden zur Analyse der im Handel vorkommenden Arten
         R. & T. Flammer / P. Reil
         IHW-Verlag, 1. Auflage 2013


[2]    Pilzmikroskopie
         Präparation und Untersuchung von Pilzen
         Bruno Erb / Walter Matheis
         Kosmos Franckh, 1983

[3]    Tuber pseudohimalayense sp. nov. an asiatic species commercialized
         in Spain, similar to the "perigord" truffel,
         Mycotaxon, 06.1997;
         G. Moreno, J.L.Manjon, J. Diez,   L.G. Garcia-Montero

[4]    Delimitation of Tuber pseudohimalayense
         and T. pseudoexcavatum based on morphological
         and molecular data
         Cryptogamie, Mycologie, 2011
         J. Chen, P. Liu
[5]    Truffles in Processed Foods – Truly Valuable or Just Empty Praise?
         Die Untersuchungsämter für Lebensmittelüberwachung und Tiergesundheit, Baden-Württemberg, 2005
         Dr. Pat Schreiter

Bildquellen
  • Bild 9: Der Chinesische Trüffel (Tuber indicum)
    Aus dem Herbarium der Duke Universität, gemeinfrei
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April 2016
Fuß des Rüsselkäfers Eupholus linnei, Aufnahme von Frank Fox.
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März 2016
Frischer Schnitt eines Fiederdorns der Zwerg-Dattelpalme in der Primärfluoreszenz bei 365 nm Anregungswellenlänge, Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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Februar 2016
SEM-Aufnahme eines Bärtierchens von Horst-Dieter Döricht
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Januar 2016
Elektrische Schaltkreise auf einem Chip im Auflicht DIC von Frank Fox
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Dezember 2015
Dunkelfeldaufnahme vom Grünen Trompetentierchen (Stentor polyxmorphus); Aufnahme von Frank Fox
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November 2015
Querschnitt durch das Blatt einer Welwitschie (Welwitschia mirabilis), Färbung W3Asim II; Aufnahme von Jörg Weiß
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Oktober 2015
Kopf einer Stechmückenlarve (Culex spec.) von Frank Fox
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September 2015
Das Lilienhähnchen (Liliceris lilli) von Horst-Dieter Döricht
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August 2015
Leitgewebe und Endodermis in der Wurzel des Muriel-Bambus (Fargesia murieliae). Foto von Jörg Weiß.
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Juli 2015
Schuppenhaare des Silbernen Grünrüsslers (Phyllobius argentatum). Foto von Horst-Dieter Döricht.
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Juni 2015
Wachstumskegel an der Sprossspitze der Weinrebe (Vitis vinifera) im Präparat von Bodo Braunstorfinger. Foto von Jörg Weiß.
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Mai 2015
Ein Reusen-Rädertier von Frank Fox
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April 2015
Die Diatomee Triceratium broeckii (Oamaru) in einer Aufnahme von Päule Heck
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März 2015
Uroleptopsis roscoviana, ein roter Cilliat, Aufnahme von Frank Fox
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Februar 2015
Drei Konidien des Echten Mehltaus auf einem Weizenblatt mit Keimschläuchen und Appressorien, Aufnahme von Jörg Weiß
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Januar 2015
Sklerenchymband im Spross der Kiwi (Actinidia deliciosa), Aufnahme von Jörg Weiß
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Dezember 2014
Die Diatomee Auliscus convolutus (Alen's Farm, Oamaru), Aufnahme von Päule Heck
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November 2014
Schale einer Diatomee im Interferenz-Phasenkontrast. Aufnahme von Frank Fox.
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Oktober 2014
Haare auf dem Brustpanzer einer Goldfliege (Lucilia sericata). Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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September 2014
Stomagruben an der Blattunterseite eines frischen, unfixierten Schnittes des Oleanders (Nerium oleander) bei einer Vergrößerung von 200x. Aufnahme von Jörg Weiß.
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August 2014
Augen am Kopf einer Sprigspinne. Die Reflexe stammen von der Beleuchtung mit einem LED-Ringlicht. Aufnahme von Frank Fox.
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Juli 2014
Die Zieralge Micrasterias radians bei der Teilung. Aufnahme von Frank Fox.
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Juni 2014
Querschnitt durch einen siebenjährigen Spross des Chinesischen Blauregens (Wisteria sinensis, Durchmesser 21 mm) von Bodo Braunstorfinger. Aufnahme von Jörg Weiß
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Mai 2014
Männlicher Eibenzapfen (Taxus baccata) mit Pollen von Horst-Dieter Döricht
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April 2014
Spross des Efeus (Hedera helix) in W3Asim II - Färbung. Aufnahme mit einer Smartphone Kamera freihändig durch das Okular von einer Teilnehmerin der Lehrerfortbildung am Grotenbach Gymnasium Gummersbach.
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März 2014
Maritimer Fadenwurm im Polarisationskontrast von Frank Fox
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Februar 2014
Ungefärbter Querschnitt durch das Blatt des Pampasgrases (Cortaderia selloana) von Jörg Weiß
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Januar 2014
Parietin-Sublimation im freien Raum an Stahlwolle von Heike Buchmann
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Dezember 2013
Die Diatomee Hemiaulus proteus im Hellfeld von Päule Heck
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November 2013
Die Wimpernkugel Volvox aureus im Interphako von Frank Fox
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Oktober 2013
Zwei Algen der Art Micrasterias rotata, Aufnahme von Rudolf Krönung.
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September 2013
Rückenschild und Flügelansätze der Grünen Futterwanze, Aufnahme von Horst-Dieter Döricht
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August 2013
Mit W3Asim II gefärbter Querschnitt durch den Thallus eines Blasentangs (Fucus vesiculosus), Aufnahme von Jörg Weiß.
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Juli 2013
Gelbe Blattwespe (Nematus tibialis), Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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Juni 2013
Gold in der lamellaren Verwachsung von Kupferkies (gelb) und Bornit (rotbraun). Grube Hohlestein an der Eisernhardt, Siegen. Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
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Mai 2013
Spinnenfaden bei 1000-facher Vergrößerung im DIC. Präparation und Schwarzweiß-Aufnahme von Anton Berg.
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April 2013
Papyrus (Cyperus papyrus) ungefärbt in der Primärfluoreszenz. Präparation und Aufnahme von Rolf-Dieter Müller.
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März 2013
Diatomee im Interferenz-Phasenkontrast. Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
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Februar 2013
Ungefärbter Querschnitt durch das Blatt einer Kamelie. Präparation und Aufnahme von Jörg Weiß.
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Januar 2013
Leitbündel aus dem Mittelstrang der Frucht eines Zitronenbaums (Citrus x limon). Das filigrane Präparat ist nur 7 µm dick und wurde von Anton Berg erstellt. Zum Vergleich: die meisten hier gezeigten botanischen Schnitte haben eine Dicke von ca. 50 µm. Aufnahme von Jörg Weiß.
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Dezember 2012
Anschliff einer Kohle aus der Grube Fürst Leopold in der Auflichtfluoreszenz; Anregung mit einer Wellenlänge von 470 nm. Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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November 2012
Schwimmhaare auf der Blattoberseite eines tropischen Schwimmfarns aus der Familie Salvinia. Aufnahme von Frank Fox.
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Oktober 2012
Rezente Diatomee Bacteriastrum furcatum Shadbolt aus dem Golf von Thailand. Aufnahme von Päule Heck.
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September 2012
Die hier gezeigte Spaltöffnung aus Rhynie Chert Material ist 400 Millionen Jahre alt. Aufnahme von Holger Adelmann.
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August 2012
Eier einer Zuckmückenart (Chironomidae) im Phasenkontrast, Aufnahme von Frank Fox.
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Juli 2012
Porträt einer Frühen Adonislibelle (Pyrrhosoma nymphula), Aufnahme von Frank Fox.
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Juni 2012
Dünnschliff eines Quarzitschiefers aus den Italienischen Alpen, Dicke ca. 25 µm. Aufnahme von Holger Adelmann.
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Mai 2012
Tracheen im Xylem des Korallenbaums, Spross, Färbung W3Asim II, Vergrößerung 200x. Aufnahme von Jörg Weiß.
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April 2012
Porträt einer zwei Tage alten Fliegen. Aufnahme von Horst-Dieter Döricht.
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März 2012
Aus der Schmelze kristallisiertes Methylsulfonal im polarisierten Licht. Aufnahme von Frank Fox
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Februar 2012
Die Kieselalge Achnantes longipes. Aufnahme von Frank Fox
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Januar 2012
Primäres Xylem und Markparenchym aus dem Spross der Gewöhnlichen Jungfernrebe. Ungefärbtes Präparat, Aufnahme von Jörg Weiß.
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Dezember 2011
Flügelschuppen eines Großen Fuchses (Nymphalis polychloros) im Auflicht. Aufnahme Frank Fox.
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November 2011
'Dazu muss ich sagen, dass es mir nicht um irgendeine Form wissenschaftlicher Fotografie ging. Ich habe wilde Gemische hergestellt und dann nachgesehen, wie das Produkt aus sah. ... Genieß' das Spiel der Farben und Formen.' Aufnahme von Herne.
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Oktober 2011
Glockentierchen (Vorticellidae) im differenziellen Interferenzkontrast. Aufnahme von Frank Fox.
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September 2011
Die Radiolarie Hexacontium papillosum aus einem Präparat von Albert Elger. Aufnahme von Päule Heck.
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August 2011
Querschnitt durch den Spross des Gartenbambus (Fargesia murieliae). Vergrößerung 100x, Färbung W3Asim II. Aufnahme Jörg Weiß mit Leica C-Plan 10x an Leica DME. Kamera Canon PS A520.
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Juli 2011
Micrasterias rotata aus einer Wasserprobe von der Wuppertalsperre. Aufnahme Holger Adelmann mit der Moticam 2300 am Leitz Orthoplan mit 40er Plan Fluotar und DIC.
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Juni 2011
Bild 1
Angeschliffene Foraminifere aus einem Hydrobienkalk des Untermiozän. Fundort Dexheim bei Mainz. Präparation Fa. Krantz, Aufnahme Prof. Holger Adelmann.
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Juni 2011
Bild 2
Kopf mit Mundwerkzeugen und vorderes Körperdrittel einer nicht näher bestimmten Zuckmückenlarve (Chironomus sp.). Präparation und Aufnahme von Frank Fox.
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Mai 2011
Querschnitt vom Rollblatt des Strandhafers (Ammophila arenaria), Schnittdicke ca. 50 µm, Färbung Wacker W3A. Stitch aus 240 Einzelaufnahmen mit Zeiss Standard WL, Plan Apo 25x/0.65, Kamera Canon EOS 5D MK II mit Vollformat-Chip. Stitching mit Canon Photostitch.
Präparat von Jörg Weiß, Aufnahme von Joachim Schwanbeck.
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April 2011
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Abdruck von der Blattunterseite, erstellt mit UHU Hart. Hellfeld.
Vergrößerung 200x, Länge des Bildausschnitts im Objekt ca. 0,5 mm. Aufnahme und Präparation von Jörg Weiß.
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März 2011
Auskristallisierte Mineralstoffe aus flüssigem Kunstdünger. Zeiss Jenamed mit Planapochromat 12,4x CF250, polarisiert mit Lambda-Platte, Einzelaufnahme mit Vollformat-Kamera Canon 5D Mark II.  Aufnahme und Präparation von Frank Fox.
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Februar 2011
Nadelquerschnitt der Schlangenhaut-Kiefer (Pinus heldreichii). Aufnahme und Präparation von Rolf-Dieter Müller, Stitch aus ca. 70 Einzelbilder. Schnittdicke 25 µm, Färbung Wacker W3A (Acridinrot, Acriflavin, Astrablau).
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Januar 2011
Achtung, großes Bild!
Eidechsenschwanz (Houttuynia cordata), Leitbündel. Aufnahme von Prof. Holger Adelmann, Präparat von Jörg Weiß.
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Dezember 2010
Metapelit, Dicke ca. 25 µm, Präparation durch Willi Tschudin, Aufnahme von Dr. Horst Wörmann.
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November 2010
Simocephalus vetulus (Anomopoda), der Plattkopf- Wasserfloh. Aufnahme von Päule Heck.
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